La glande mammaire adulte est formée d’un réseau de canaux ramifiés et d’alvéoles sécrétrices inséré dans un stroma fibro-adipeux. L’épithélium mammaire dérive de l’ectoderme et la glande mammaire fait partie des glandes annexes de la peau. La mammogenèse commence durant la vie embryonnaire mais le développement de la glande est essentiellement post-natal. Ses propriétés de développement et de régénération ont conduit à suggérer que l’épithélium mammaire adulte comprenait un réservoir de cellules souches [ 1, 2]. Cette hypothèse est depuis quelques années soutenue par de nouvelles données expérimentales. Nous présentons ici une synthèse des approches utilisées pour tenter d’isoler et caractériser des cellules souches et progénitrices issues de la glande mammaire murine et des résultats essentiels obtenus à ce jour.

Le développement post-natal de la glande mammaire comprend deux étapes majeures de morphogenèse, canalaire durant la puberté, et lobulo-alvéolaire au cours de la gestation et de la lactation. Chaque lactation est suivie d’une période de remodelage tissulaire, l’involution (Figure 1). De la naissance à la puberté, la glande est rudimentaire et comprend, chez la souris femelle, un canal primaire et quelques ramifications secondaires. À la puberté, de larges structures bulbaires, les bourgeons terminaux, se forment à l’apex des canaux. Les bourgeons progressent rapidement dans le stroma en se ramifiant, puis régressent à la fin de la puberté, laissant chez la souris vierge adulte un système de canaux ramifiés qui a entièrement envahi le stroma. Le développement lobulo-alvéolaire commence lors de la gestation avec la formation de bourgeons latéraux, qui donneront naissance aux alvéoles, unités de sécrétion du lait. La différenciation fonctionnelle de la glande est atteinte au début de la lactation. Dès que la lactation cesse, les cellules épithéliales sécrétoires s’engagent massivement dans un processus d’apoptose, et, en régressant, la glande mammaire reprend une morphologie similaire à celle de la femelle vierge adulte. De nouvelles structures alvéolaires se forment à chaque cycle de gestation et lactation.

Figure 1. Développement postnatal de la glande mammaire murine. Vues générales (à gauche) et détaillées (à droite) de colorations in toto au carmin. Le développement de la glande commence à la puberté par la croissance et la ramification des canaux ; les bourgeons terminaux (indiqués par la flèche jaune) sont des structures transitoires de la glande pubère. La morphogenèse mammaire se poursuit par la formation des alvéoles au cours de la gestation et de la lactation. A la fin de la lactation, le tissu sécrétoire involue. Un nouveau cycle d’expansion alvéolaire est initié à chaque gestation. Les hormones contrôlant la croissance canalaire et le développement alvéolaire sont indiquées à droite. Barres d’échelle : 1,5 mm à gauche, 0,25 mm à droite.

Figure 1. Développement postnatal de la glande mammaire murine. Vues générales (à gauche) et détaillées (à droite) de colorations in toto au carmin. Le développement de la glande commence à la puberté par la croissance et la ramification des canaux ; les bourgeons terminaux (indiqués par la flèche jaune) sont des structures transitoires de la glande pubère. La morphogenèse mammaire se poursuit par la formation des alvéoles au cours de la gestation et de la lactation. A la fin de la lactation, le tissu sécrétoire involue. Un nouveau cycle d’expansion alvéolaire est initié à chaque gestation. Les hormones contrôlant la croissance canalaire et le développement alvéolaire sont indiquées à droite. Barres d’échelle : 1,5 mm à gauche, 0,25 mm à droite.

Différents facteurs hormonaux contrôlent le développement post-natal de la glande. Les œstrogènes, la progestérone et l’hormone de croissance sont nécessaires à la croissance canalaire durant la puberté, tandis que la progestérone et la prolactine gouvernent le développement lobulo-alvéolaire [ 3].

Dans les canaux comme dans les alvéoles, l’épithélium mammaire est organisé en une bicouche composée de deux types cellulaires, les cellules basales myoépithéliales et les cellules luminales épithéliales (Figure 2). Une membrane basale sépare l’épithélium du stroma fibro-adipeux environnant. La cohésion de la bicouche épithéliale mammaire est assurée par des interactions intercellulaires - dans lesquelles interviennent des molécules d’adhérence appartenant à la famille des cadhérines - et par des interactions cellulaires avec la membrane basale principalement assurées par des intégrines [ 4, 5].

Figure 2. Organisation et marqueurs de la bicouche épithéliale mammaire. Un canal est représenté. L’épithélium luminal est en bleu, le myoépithélium basal en rose. Les marqueurs discriminants de chaque couche apparaissent en couleur. ER, PR, Prl-R : récepteurs aux œstrogènes, progestérone et prolactine.

Figure 2. Organisation et marqueurs de la bicouche épithéliale mammaire. Un canal est représenté. L’épithélium luminal est en bleu, le myoépithélium basal en rose. Les marqueurs discriminants de chaque couche apparaissent en couleur. ER, PR, Prl-R : récepteurs aux œstrogènes, progestérone et prolactine.

In situ, on distingue les cellules luminales et myoépithéliales par leur localisation et leur expression de protéines spécifiques. Les cellules myoépithéliales expriment les cytokératines K5 et K14, la cadhérine P et le facteur de transcription p63, caractéristiques des cellules basales des épithéliums stratifiés ; elles contiennent aussi des protéines spécifiques des cellules du muscle lisse (comme l’α-actine du muscle lisse, α-SMA) responsables de leurs propriétés contractiles. Les cellules luminales sont caractérisées par l’expression des cytokératines K8 et K18, des récepteurs hormonaux aux œstrogènes, à la progestérone et à la prolactine (respectivement ERα, PR, Prl-R), et par la production de protéines du lait dès la mi-gestation. Des études ultrastructurales ont révélé la présence de rares cellules peu différenciées, pauvres en organites, en contact avec la membrane basale ou en position suprabasale [1].

Les bourgeons terminaux pubertaires, outre leur taille importante (0,1-0,5 mm de diamètre), présentent une organisation particulière. Ils sont composés de plusieurs couches internes de cellules épithéliales - exprimant majoritairement les cytokératines luminales - et d’une couche externe de cellules apicales de type basal, positives pour l’actine du muscle lisse et p63. Les récepteurs Néogénine et Robo-1, reconnaissant les molécules de guidage sécrétées Nétrine-1 et Slit-2, sont exprimés par les cellules apicales et joueraient un rôle dans l’adhérence intercellulaire des cellules du bourgeon [ 6, 44]. Sites d’une prolifération cellulaire intense, les bourgeons terminaux sont des structures transitoires probablement riches en cellules progénitrices, et non en cellules souches permanentes. Les cellules apicales notamment sont considérées comme précurseurs des cellules myoépithéliales canalaires [2].

Depuis les travaux pionniers de De Ome et al. [ 7], l’on dispose d’un test fonctionnel pour analyser in vivo les capacités de développement de l’épithélium mammaire (Figure 3). Chez la souris prépubère âgée de 3 semaines, l’épithélium mammaire est très peu développé tandis que le stroma - ou coussin - adipeux est déjà assez important. On peut par microchirurgie éliminer le rudiment épithélial des glandes inguinales d’une souris hôte prépubère, puis greffer dans la partie intacte du stroma des fragments de glande mammaire ou des cellules épithéliales mammaires isolées. Le développement du greffon peut être analysé chez une souris hôte vierge ou gestante, révélant ses capacités de morphogenèse canalaire et alvéolaire. En revanche, le transplant mammaire ne peut pas être fonctionnel durant la lactation puisqu’il n’est pas connecté au mamelon. L’existence de glandes bilatérales permet de comparer, dans le contexte hormonal d’un même animal receveur, le potentiel de développement - et de tumorigenèse - de deux fragments tissulaires ou deux populations cellulaires. Des transplantations sériées permettent de tester leur capacité de régénération à long terme.

Figure 3. Analyse du potentiel de régénération de l’épithélium mammaire in vivo . (1) Ablation chirurgicale du rudiment épithélial mammaire d’une souris hôte prépubère. La portion de coussin adipeux éliminée comprend le rudiment épithélial (en violet) et le ganglion lymphatique (en noir). (2) Transplantation d’un fragment épithélial issu de glande mammaire de souris donneuse dans la partie intacte du coussin adipeux de l’hôte. (3) Développement de l’épithélium transplanté dans la souris hôte vierge puis gestante.

Figure 3. Analyse du potentiel de régénération de l’épithélium mammaire in vivo . (1) Ablation chirurgicale du rudiment épithélial mammaire d’une souris hôte prépubère. La portion de coussin adipeux éliminée comprend le rudiment épithélial (en violet) et le ganglion lymphatique (en noir). (2) Transplantation d’un fragment épithélial issu de glande mammaire de souris donneuse dans la partie intacte du coussin adipeux de l’hôte. (3) Développement de l’épithélium transplanté dans la souris hôte vierge puis gestante.

Chez la souris, les premiers travaux de transplantation d’épithélium mammaire ont identifié des cellules ayant un potentiel régénératif dans toutes les régions de la glande mammaire et à tous les stades de développement [1, 8]. La sénescence de l’épithélium mammaire est atteinte après six transplantations successives. Chez la femelle vierge, le nombre de cellules ayant un potentiel régénératif, estimé par dilution limite, est d’environ 1 sur 2 000-2 500 cellules épithéliales mammaires. Enfin, l’analyse du patron d’intégration rétroviral d’un épithélium mammaire adulte transplanté chez des receveurs successifs a révélé que les régénérations obtenues pouvaient être clonales, indiquant que des cellules présentant des propriétés de cellules souches seraient responsables de la morphogenèse mammaire [ 9]. En effet, une cellule souche adulte se définit fondamentalement par sa capacité à reconstituer à long terme et à l’état clonal la structure et la fonction de son tissu d’origine [ 10].

Les étapes de ségrégation des lignages mammaires ne sont pas encore clairement établies. Le développement de greffons présentant des ramifications de type canalaire, alvéolaire ou mixte ayant été observé dans des souris hôtes gestantes, l’hypothèse de la ségrégation de lignages canalaire et alvéolaire distincts à partir d’une cellule souche épithéliale commune a été avancée [ 11]. Issues de cellules souches par division asymétrique, des cellules progénitrices formant un compartiment d’amplification transitoire donneraient naissance aux cellules luminales et myoépithéliales des canaux et des alvéoles [ 12– 15].

Il existe maintenant différents arguments expérimentaux en faveur de l’existence, dans l’épithélium mammaire murin adulte, de cellules présentant des propriétés de cellules souches. Les stratégies utilisées pour identifier les cellules souches et progénitrices mammaires ne mesurent pas des entités cellulaires aussi bien définies que dans le système hématopoïétique ou la peau. Il est donc encore difficile d’établir un schéma satisfaisant de la ségrégation des lignages mammaires. La Figure 4 en propose un et résume les caractéristiques moléculaires de surface des deux compartiments mammaires, basal et luminal. Dans leur ensemble, les études fondées sur des expériences de transplantation in vivo sont en faveur de l’hypothèse d’une cellule souche mammaire de type basal, exprimant modérément CD24 et fortement les intégrines α6, β1, et β3, récepteurs majeurs des protéines de la matrice extracellulaire. Ces cellules sont copurifiées avec le compartiment myoépithélial différencié, et probablement comme lui en contact avec la membrane basale. Des progéniteurs de type luminal participent à la mammogenèse, notamment à l’alvéologenèse. Ainsi, des populations de cellules souches et progénitrices de type basal et luminal donneraient naissance à la bicouche épithéliale des canaux et des alvéoles. On notera que l’analyse des profils transcriptionnels de carcinomes mammaires humains a révélé l’existence de tumeurs de type basal et de type luminal [ 34– 36] dont l’origine pourrait être des cellules souches ou progénitrices mammaires présentant une dérégulation de leurs propriétés d’autorenouvellement et de différenciation. En accord avec cette hypothèse, des « cellules initiatrices de tumeurs » ayant des caractéristiques de cellules souches ont été isolées dans des carcinomes mammaires humains [ 37].

Figure 4. Ségrégation et caractéristiques moléculaires des lignages mammaires chez la souris. Les cellules basales et luminales de la glande adulte sont localisées dans les compartiments CD24faible/modéré et CD24fort respectivement. A. Dans la glande mammaire de souris vierges, les cellules épithéliales à fort potentiel régénératif in vivo (cellule souche mammaire, Ma-SC) sont enrichies dans une population CD24faible/modéré α6fort β1fort β3pos, probablement de type basal. Elles sont à l’origine de régénérations mammaires canalaires puis alvéolaires comprenant des cellules myoépithéliales et luminales. Des progéniteurs de type luminal à faible potentiel régénératif in vivo mais formant des colonies en culture (Ma-CFC) ont été localisés dans une population CD24fort α6faible β1faible β3pos CD133neg. Leur descendance présumée, des cellules luminales positives pour ERα, est CD133pos. Les Ma-CFC pourraient aussi engendrer des cellules myoépithéliales. B. Durant la gestation, des progéniteurs de type luminal participent à l’alvéologenèse en donnant naissance à des cellules myoépithéliales et luminales sécrétoires.

Figure 4. Ségrégation et caractéristiques moléculaires des lignages mammaires chez la souris. Les cellules basales et luminales de la glande adulte sont localisées dans les compartiments CD24faible/modéré et CD24fort respectivement. A. Dans la glande mammaire de souris vierges, les cellules épithéliales à fort potentiel régénératif in vivo (cellule souche mammaire, Ma-SC) sont enrichies dans une population CD24faible/modéré α6fort β1fort β3pos, probablement de type basal. Elles sont à l’origine de régénérations mammaires canalaires puis alvéolaires comprenant des cellules myoépithéliales et luminales. Des progéniteurs de type luminal à faible potentiel régénératif in vivo mais formant des colonies en culture (Ma-CFC) ont été localisés dans une population CD24fort α6faible β1faible β3pos CD133neg. Leur descendance présumée, des cellules luminales positives pour ERα, est CD133pos. Les Ma-CFC pourraient aussi engendrer des cellules myoépithéliales. B. Durant la gestation, des progéniteurs de type luminal participent à l’alvéologenèse en donnant naissance à des cellules myoépithéliales et luminales sécrétoires.

Chez la souris, les quelques modèles génétiques de perturbation ciblée de la fonction des cellules basales mammaires ont montré l’importance de cette couche dans le contrôle du développement normal de la glande [ 38]. En particulier, les résultats de notre groupe suggèrent que la voie de signalisation Wnt-βcaténine pourrait participer à la régulation de la prolifération de cellules basales non différenciées présentant des caractéristiques de cellules souches ou progénitrices mammaires [ 39]. Plus récemment, nos données montrent que l’ablation spécifique de la chaine β1 des intégrines dans les cellules basales entraîne l’abolition du potentiel régénératif de l’épithélium mammaire, indiquant l’absence de cellules souches fonctionnelles (Taddéi et al., soumis pour publication).

La voie est maintenant ouverte pour une meilleure caractérisation des sous-populations épithéliales mammaires à l’aide de nouveaux marqueurs et pour l’étude de leurs potentialités de développement in vivo et en culture. Des stratégies identiques sont utilisées pour isoler et caractériser des cellules souches mammaires humaines [ 40, 45] (→). L’adjonction de fibroblastes humains améliore les compétences du stroma murin à induire in vivo la morphogenèse et la différenciation de cellules mammaires normales humaines [ 41]. De plus, des cultures cellulaires non adhérentes, ou mammosphères, permettent de maintenir in vitro les propriétés de progéniteurs mammaires humains [ 42]. De nombreuses questions restent posées, relatives notamment aux différents facteurs qui contrôlent les fonctions des cellules souches mammaires, aux composants de leur niche, et à leurs propriétés de plasticité.

(→) voir l’article de C. Ginestier et al., p. 1133 de ce numéro

Nous remercions la Ligue Nationale contre le Cancer (équipe labellisée 2006) et l’Association de Recherche Contre le Cancer (ARC 3771) pour leur soutien. V. Petit bénéficie d’un contrat de l’Institut Curie, I. Taddéi d’une bourse de la Fondation pour la Recherche Médicale. M. Glukhova est directrice de Recherche, M.A. Deugnier et M. Faraldo sont chargées de recherche à l’Inserm.