Pour persuader des microbes de produire pour nous diverses « substances » d’utilité pharmaceutique, biocarburants ou composants chimiques en quantité intéressante, l’évolution a besoin d’un petit coup de main. Or, si les technologies de lecture du génome ont fait des progrès considérables grâce au séquençage automatique à fluorescence, les méthodes d’écriture par modification ciblée de gènes sont encore archaïques en comparaison, car consistant en un processus de copier-coller gène par gène, pénible et coûteux en temps. Sachant que la plupart de ces « substances » requièrent pour leur production la synergie d’un réseau constitué de plusieurs douzaines de gènes et que les mutations de différents gènes d’un même réseau peuvent s’influencer mutuellement, produire une réelle diversité génomique et de nouveaux phénotypes relevait quasiment de l’impossible. Jusqu’à ce que Harris Wang et l’équipe de George Church de l’université de Harvard s’y collent et nous proposent le prototype de la machine à accélérer l’évolution, le MAGE pour multiplex automated genome engineering, récemment publié dans Nature [ 1].
Au ralenti, le procédé n’a rien d’original - des bactéries E. coli transformées par le bactériophage λ-Red afin d’exprimer la protéine de la recombinaison homologue β, sont électroporées avec un mélange d’oligonucléotides synthétiques simple-brin dirigés contre les gènes d’intérêt et comportant diverses mutations aléatoires (insertions, délétions, mésappariements). La protéine X permettra alors l’incorporation de ces oligonucléotides mutants au moment de la réplication de l’ADN en ciblant le brin néosynthétisé.
La (r)évolution consiste d’une part à cibler plusieurs gènes à la fois, d’autre part à automatiser le processus : une machine programmable gère le transfert des cellules entre incubateur, activation thermique de la protéine β, lavages, électroporation avec le mélange d’oligonucléotides et remise en culture, et surveille la croissance de la population (95 % des bactéries n’ont pas survécu au choc de l’électroporation) par spectrométrie. Chaque cycle dure en moyenne deux heures à deux heures et demie, et à chaque nouvelle électroporation, chaque cellule incorpore une combinaison différente de mutations, générant ainsi rapidement une diversité de combinatoires génétiques extraordinaire : une variation de 3,1 paires de bases par cellule tous les 5 cycles pour une population de 7 x 108 cellules, cela équivaut à 4,3 milliards de variations de paires de bases par jour, un résultat qui aurait pris des années avec les bonnes vielles méthodes. Pour illustrer leur démonstration, les auteurs se sont attaqués à 20 gènes impliqués dans la voie de biosynthèse 1-dioxy-D-xylulose-5-phosphate (DXP) du lycopène, un isoprenoïde antioxydant abondant dans les tomates et utilisé dans le traitement du cancer et du paludisme.
Chez les procaryotes, les ribosomes sont recrutés sur l’ARNm par une séquence consensus très conservée nommée Shine-Dalgarno (AGGAGG) située seize bases en amont du codon start. Non indispensable au recrutement des ribosomes chez les bactéries Gram négatives (dont E. coli) où les ribosomes se fixent sur des sites riches en bases A et U, la boîte Shine-Dalgarno semble toutefois faciliter la traduction en alignant le ribosome avec le codon start.
En remplaçant les séquences de liaison aux ribosomes (RBS, ribosome binding site) de différentes combinaisons de gènes de la voie DXP par des oligonucléotides plus similaires à la séquence consensus de Shine-Dalgarno et en insérant des mutations non-sens dans les gènes des voies secondaires, 15 milliards de variants génétiques ont été produits en trois jours seulement et examinés pour leur production de lycopène. Au final, six souches capables de produire jusqu’à cinq fois plus de lycopène que la souche initiale ont été sélectionnées et séquencées, mettant en évidence des modifications surtout dans les gènes situés au début et à la fin de la voie de biosynthèse.
En somme, il s’agit d’un processus de génération rapide, automatique et peu coûteux d’un grand nombre de modifications génétiques qui a vite intéressé les grandes industries biochimiques et les producteurs de carburants biologiques qui espèrent la production de lignées utilisables à un niveau industriel tandis que les auteurs songent déjà à transposer la méthode aux levures et aux cellules animales ou végétales.
Plus rien ne semble empêcher la naissance sur la plate-forme de l’évolution accélérée de petits monstres de Frankenstein cellulaires au génome totalement rapiécé, résistants aux virus ou capables d’incorporer des acides aminés non naturels. Pourvu qu’ils ne se retournent pas contre leurs créateurs…