La structure du cytosquelette interne des cils et du flagelle du spermatozoïde constitue l’axonème, et cette structure a été très bien conservée au cours de l’évolution. Le flagelle du spermatozoïde des mammifères, ainsi que d’autres vertébrés, possède des structures accessoires telles que les fibres denses et la gaine fibreuse. La composition moléculaire de l’axonème a été principalement étudiée chez les invertébrés marins comme les oursins et chez les protistes (organismes unicellulaires) comme Chlamydomonas, Tetrahymena, Paramecium et, plus récemment, Trypanosoma et Leishmania. Les études chez différentes espèces indiquent que l’axonème comprend environ 550 protéines parmi lesquelles des protéines purement structurales telles que les tubulines, des protéines d’assemblage et des protéines moteurs comme les dynéines [1]. Le protiste Chlamydomonas s’est avéré être un excellent modèle pour l’étude des composants moléculaires des axonèmes et des mécanismes de ciliogenèse, du fait de l’existence de nombreux mutants [2].

Les études récentes chez les protozoaires ont mis en évidence les mécanismes d’assemblage des protéines synthétisées dans le cytoplasme, leur transport intraflagellaire, leur renouvellement ainsi que l’importance des protéines membranaires qui interviennent notamment dans des fonctions sensorielles [1]. Chez les métazoaires, il existe des différences dans l’assemblage et la régulation de chaque sous-structure de l’axonème [2].

La formation du flagelle du spermatozoïde fait intervenir des processus morphogénétiques complexes et spécifiques de la spermiogenèse, dont les mécanismes moléculaires restent pour la plupart non élucidés. Ces processus, ainsi que plusieurs anomalies morphologiques du spermatozoïde humain, ont été particulièrement bien décrits, sur la base d’observations en microscopique électronique, dans deux atlas de référence [3, 4] ; ils sont schématisés dans la Figure 1A.

Figure 1. Mise en place et structure du flagelle du spermatozoïde. A. Au cours des étapes finales de la spermatogenèse, les spermatides subissent un ensemble de modifications permettant leur différenciation en spermatozoïdes ; ce processus est appelé spermiogenèse. La fusion des vésicules golgiennes permet la formation de l’acrosome, et la compaction de l’ADN par les protamines conduit à la condensation du noyau. Le flagelle est formé par l’assemblage de l’axonème (structure microtubulaire) et par la mise en place des structures périaxonémales (fibres denses externes, gaine fibreuse, annulus et gaine de mitochondries). Ce processus est accompagné de l’apparition de structures transitoires (en bleu) (DCC : dérivé du corps chromatoïde, CAC : corps associé au centriole, SSB : spindle shaped body). Ac : acrosome ; An : annulus ; Ax : axonème ; CR : corps résiduel ; FD : fibres denses ; GF : gaine fibreuse ; M : mitochondries ; N : noyau. B. Le flagelle du spermatozoïde comprend la pièce intermédiaire, la pièce principale et la pièce terminale. L’axonème s’étend sur toute la longueur du flagelle et est entouré par les fibres denses au niveau des pièces intermédiaire et principale. Les fibres denses sont elles-mêmes entourées par les mitochondries au niveau de la pièce intermédiaire, et par la gaine fibreuse au niveau de la pièce principale. L’annulus se trouve à la jonction des pièces intermédiaire et principale. Au niveau de la pièce terminale, l’axonème est dépourvu de structures périaxonémales. 1 : acrosome, 2 : noyau, 3 : pièce connective, 4 : axonème, 5 : mitochondries, 6 : annulus, 7 : gaine fibreuse. (adapté de [40]).

Figure 1. Mise en place et structure du flagelle du spermatozoïde. A. Au cours des étapes finales de la spermatogenèse, les spermatides subissent un ensemble de modifications permettant leur différenciation en spermatozoïdes ; ce processus est appelé spermiogenèse. La fusion des vésicules golgiennes permet la formation de l’acrosome, et la compaction de l’ADN par les protamines conduit à la condensation du noyau. Le flagelle est formé par l’assemblage de l’axonème (structure microtubulaire) et par la mise en place des structures périaxonémales (fibres denses externes, gaine fibreuse, annulus et gaine de mitochondries). Ce processus est accompagné de l’apparition de structures transitoires (en bleu) (DCC : dérivé du corps chromatoïde, CAC : corps associé au centriole, SSB : spindle shaped body). Ac : acrosome ; An : annulus ; Ax : axonème ; CR : corps résiduel ; FD : fibres denses ; GF : gaine fibreuse ; M : mitochondries ; N : noyau. B. Le flagelle du spermatozoïde comprend la pièce intermédiaire, la pièce principale et la pièce terminale. L’axonème s’étend sur toute la longueur du flagelle et est entouré par les fibres denses au niveau des pièces intermédiaire et principale. Les fibres denses sont elles-mêmes entourées par les mitochondries au niveau de la pièce intermédiaire, et par la gaine fibreuse au niveau de la pièce principale. L’annulus se trouve à la jonction des pièces intermédiaire et principale. Au niveau de la pièce terminale, l’axonème est dépourvu de structures périaxonémales. 1 : acrosome, 2 : noyau, 3 : pièce connective, 4 : axonème, 5 : mitochondries, 6 : annulus, 7 : gaine fibreuse. (adapté de [40]).

Le flagelle du spermatozoïde peut être décomposé en quatre principaux segments : la pièce connective, la pièce intermédiaire, la pièce principale et la pièce terminale (Figure 1B). La pièce connective, région la plus proximale du flagelle, est ancrée sur le noyau et renferme les deux centrioles. Le centriole distal se prolonge par l’axonème, lui-même associé à des fibres denses de longueurs inégales (Figures 2A, 2B). La région juxtaproximale, appelée pièce intermédiaire, est composée de mitochondries disposées en hélice autour des fibres denses et de l’axonème. La pièce intermédiaire est connectée à la pièce principale par l’annulus, aussi appelé anneau de Jensen. La pièce principale comprend les structures axiales du flagelle : elles ne sont pas recouvertes de mitochondries (axonème associé ou non à des fibres denses) mais sont entourées par la gaine fibreuse. Finalement, la pièce terminale, région la plus distale du flagelle, ne comprend que l’axonème (Figure 2A). L’ensemble de ces structures flagellaires, interconnectées les unes avec les autres, est recouvert par la membrane plasmique. C’est cette cohésion structurale qui assure le maintien de l’intégrité du spermatozoïde lors des mouvements tridimensionnels de grande amplitude qui accompagnent son déplacement.

Figure 2. Caractéristiques ultrastructurales du flagelle du spermatozoïde humain. A. La distribution des structures péri-axonémales permet de distinguer les différentes pièces flagellaires. Le flagelle est attaché sur une plaque d’implantation accolée à l’enveloppe nucléaire et débute par la pièce connective (PC) dans laquelle se trouvent les centrioles. L’axonème est présent tout le long du flagelle qui mesure 60 µm. La pièce intermédiaire (PI) (1) contient la gaine mitochondriale (M) et les 9 fibres denses (FD). La pièce principale (2 à 4) perd progressivement des fibres denses (FD) et contient la gaine fibreuse constituée d’une succession de demi-anneaux transversaux (AN) reliés entre eux par deux colonnes longitudinales (CL) ; celles-ci sont normalement associées aux doublets 3 et 8 de l’axonème. La pièce terminale (5) ne contient que l’axonème. B. Représentation schématique de la distribution des fibres denses le long de l’axonème. Celles-ci se répartissent principalement en trois catégories (courtes, moyennes, longues) en fonction du doublet axonémal auquel elles sont accolées. C. Coupe transversale de l’axonème montrant les neuf doublets microtubulaires (numérotés de 1 à 9) constitués chacun d’un microtubule A complet (13 protofilaments) associé à un microtubule B incomplet (10 protofilaments). Les doublets microtubulaires sont attachés entre eux par des liens de nexine (LN) et entourent une paire de microtubules centraux (C1 et C2). Ces derniers sont attachés entre eux par des ponts et sont entourés par des éléments qui forment la gaine centrale (GC). Les liens associant les doublets à la paire centrale sont les ponts radiaires (PR). Chaque doublet périphérique porte un bras de dynéine externe (BDE, dirigé vers l’espace sous-membranaire) et un bras de dynéine interne (BDI, disposé entre les ponts radiaires), chacun correspondant à un assemblage de protéines motrices.

Figure 2. Caractéristiques ultrastructurales du flagelle du spermatozoïde humain. A. La distribution des structures péri-axonémales permet de distinguer les différentes pièces flagellaires. Le flagelle est attaché sur une plaque d’implantation accolée à l’enveloppe nucléaire et débute par la pièce connective (PC) dans laquelle se trouvent les centrioles. L’axonème est présent tout le long du flagelle qui mesure 60 µm. La pièce intermédiaire (PI) (1) contient la gaine mitochondriale (M) et les 9 fibres denses (FD). La pièce principale (2 à 4) perd progressivement des fibres denses (FD) et contient la gaine fibreuse constituée d’une succession de demi-anneaux transversaux (AN) reliés entre eux par deux colonnes longitudinales (CL) ; celles-ci sont normalement associées aux doublets 3 et 8 de l’axonème. La pièce terminale (5) ne contient que l’axonème. B. Représentation schématique de la distribution des fibres denses le long de l’axonème. Celles-ci se répartissent principalement en trois catégories (courtes, moyennes, longues) en fonction du doublet axonémal auquel elles sont accolées. C. Coupe transversale de l’axonème montrant les neuf doublets microtubulaires (numérotés de 1 à 9) constitués chacun d’un microtubule A complet (13 protofilaments) associé à un microtubule B incomplet (10 protofilaments). Les doublets microtubulaires sont attachés entre eux par des liens de nexine (LN) et entourent une paire de microtubules centraux (C1 et C2). Ces derniers sont attachés entre eux par des ponts et sont entourés par des éléments qui forment la gaine centrale (GC). Les liens associant les doublets à la paire centrale sont les ponts radiaires (PR). Chaque doublet périphérique porte un bras de dynéine externe (BDE, dirigé vers l’espace sous-membranaire) et un bras de dynéine interne (BDI, disposé entre les ponts radiaires), chacun correspondant à un assemblage de protéines motrices.

L’axonème, structure axiale du flagelle, est composé de neuf doublets de microtubules agencés de manière circulaire autour d’une paire centrale de microtubules (structure de type 9 + 2), et connectés entre eux par les bras de dynéine (Figure 2C). L’axonème constitue le véritable appareil moteur  du spermatozoïde et assure sa mobilité tridimensionnelle. Les structures périaxonémales, quant à elles, modulent la courbure de l’axonème (fibres denses et gaine fibreuse) et fournissent des sources d’énergie (mitochondries et gaine fibreuse). La connaissance de la composition protéique de l’axonème est principalement issue des données obtenues sur le flagelle de Chlamydomonas reinhardtii. Ce modèle a aussi permis de montrer comment diverses sous-structures de l’axonème modulent l’activité des bras de dynéine [5]. De nombreuses protéines des fibres denses et de la gaine fibreuse ont été identifiées chez les rongeurs et le protéome du flagelle a ainsi fait l’objet de plusieurs revues [1, 2].

Les malformations flagellaires chez l’homme, lorsqu’elles affectent l’ensemble des spermatozoïdes d’un individu, sont responsables d’une infertilité du fait de l’incapacité des spermatozoïdes à progresser dans les voies génitales féminines. Certaines malformations flagellaires peuvent être observées au microscope optique comme les flagelles de longueur réduite ou d’épaisseur irrégulière. Mais seule la microscopie électronique permet de les préciser et d’identifier spécifiquement la (ou les) structure(s) affectée(s). Il n’est en effet pas rare que la malformation d’une structure retentisse sur la bonne mise en place des autres structures, du fait des connexions existant entre ces structures et de la quasi-absence de cytoplasme dans la cellule spermatique [6].

Les malformations flagellaires entraînent un phénotype anormal lorsqu’elles affectent au moins une structure flagellaire donnée dans tous les spermatozoïdes d’un homme. Le Tableau I répertorie les différentes caractéristiques de ces malformations qui sont également illustrées par des images de microscopie électronique (Figure 3). Comme mentionné précédemment, la majorité des malformations constitutives qui concernent un élément flagellaire entraînent également des altérations des autres structures flagellaires précédemment décrites [7]. Dans un but didactique, la description des anomalies a été simplifiée. Par ailleurs, nous n’avons retenu que les publications les mieux documentées, ou celles qui décrivent pour la première fois un phénotype nouveau.

Figure 3. Microscopie électronique des différentes malformations du flagelle du spermatozoïde humain. Les caractéristiques de ces malformations sont présentées dans le Tableau I. N  : noyau. Barres d’échelle : A-E = 1 µm ; F-N = 0,1 µm.

Figure 3. Microscopie électronique des différentes malformations du flagelle du spermatozoïde humain. Les caractéristiques de ces malformations sont présentées dans le Tableau I. N  : noyau. Barres d’échelle : A-E = 1 µm ; F-N = 0,1 µm.

Dans le spermatozoïde normal, la plaque d’implantation apposée dans la région caudale de l’enveloppe nucléaire sert d’ancrage au flagelle (Figure 2A). Trois types de malformations de l’ancrage flagellaire peuvent être distingués : l’absence d’ancrage (Figure 3A), la disposition ectopique de l’ancrage (Figure 3B), la malformation de la pièce connective et la séparation des centrioles [8, 9]. Seuls les spermatozoïdes dont les malformations d’ancrage aboutissent à des flagelles isolés de la tête avec une gaine fibreuse immature sont généralement immobiles (Figure 3A).

Lors de la spermiogenèse, la formation de la gaine mitochondriale est précédée par la délimitation du domaine flagellaire réservé à la pièce intermédiaire, processus dont les mécanismes moléculaires sont encore inconnus mais qui semble être en relation avec le déplacement distal de l’annulus jusqu’à la jonction avec la pièce principale. Par la suite, les mitochondries présentes dans le cytoplasme de la spermatide migrent et s’alignent autour des structures axiales de la pièce intermédiaire (axonème et fibres denses). Les mitochondries s’attachent finalement les unes aux autres en formant une hélice, tandis que le cytoplasme est éliminé sous la forme d’un corps résiduel (Figure 1A).

Il existe des cas d’hélice mitochondriale mal assemblée dans lesquels les mitochondries montrent un désordre d’orientation et/ou de forme (Figure 3C). La gaine mitochondriale peut également être géante (Figure 3D) et recouvrir en partie la région normalement dédiée à la pièce principale du flagelle qui s’en trouve atrophiée 10]. Une autre anomalie bien caractérisée est l’absence totale de gaine mitochondriale malgré la constitution du domaine flagellaire qui lui est réservé (Figure 3E) [11]. Cette incapacité des mitochondries à migrer vers la pièce intermédiaire est associée à une gaine fibreuse immature. Il est à noter que dans ce dernier cas, l’élimination du résidu cytoplasmique au cours de la spermiogenèse a bien lieu. Ce type de malformation spermatique indique que les processus de morphogenèse sont indépendants : lorsqu’un facteur morphogénétique est bloqué, des processus ultérieurs de la spermiogenèse peuvent tout de même se mettre en place.

L’annulus est une structure en anneau sous membranaire assemblée dans la spermatide ronde au cours du processus de différenciation en spermatozoïde (Figure 1A, Figure 4). Très récemment, certains de ses composants ont été identifiés. Il a ainsi été montré que les septines (septines 1, 4, 6, 7 et 12), des petites protéines G impliquées notamment dans les remaniements cellulaires et la cytokinèse, forment des homo et hétéropolymères constitutifs de l’annulus chez l’homme et la souris [12, 13]. La protéine transmembranaire TAT1 (testis anion transporter 1)/SLC26A8 (solute carrier family 26, member 8) est également localisée au niveau de l’annulus et pourrait permettre l’ancrage des polymères de septines à la membrane plasmique [14, 15]. De manière intéressante, l’inactivation des gènes Septin 4 et Tat1 chez la souris conduit respectivement à une absence et à une atrophie de l’annulus [12–14].

Figure 4. Mise en évidence par immunofluorescence et microscopie électronique de l’absence d’annulus. A..Immunodétection de la protéine septine 4 sur des frottis de spermatozoïdes montrant l’absence de signal au niveau de l’annulus des spermatozoïdes d’un patient asthénozoospermique ainsi que la désorganisation de la pièce principale. Le noyau est coloré en bleu (DAPI) et le flagelle, la pièce intermédiaire comprenant les mitochondries, est coloré en rouge (Mitotracker). La septine 4 de l’annulus donne un marquage vert dans les spermatozoïdes contrôles (anticorps H-120, Santa Cruz). Des images identiques sont obtenues par immunodétection des protéines septine 7 ou TAT1/Slc26A8, suggérant l’absence de l’annulus. Images a et a’ : spermatozoïdes d’un sujet fertile ; images b et b’ : spermatozoïdes d’un patient infertile présentant une asthénozoospermie modérée. Les images a’ et b’ correspondent à l’agrandissement d’un champ des images a et b, respectivement. Barres d’échelle : a et b = 5 µm ; a’ et b’ = 2 µm. B. L’analyse en microscopie électronique confirme l’absence de l’annulus et révèle une désorganisation sévère de la pièce intermédiaire dans les spermatozoïdes du patient infertile (photographie de droite). Chez le patient, les mitochondries sont de taille irrégulière et ne sont pas alignées en comparaison de celles de l’individu fertile (photographie de gauche). Dans les spermatozoïdes du patient, il existe également une disjonction entre la pièce intermédiaire et la pièce principale se traduisant par une région du flagelle sans mitochondries, ni gaine fibreuse. 1 : pièce intermédiaire ; 2 : annulus ; 3 : pièce principale. Barres d’échelle = 0,2 µm.

Figure 4. Mise en évidence par immunofluorescence et microscopie électronique de l’absence d’annulus. A..Immunodétection de la protéine septine 4 sur des frottis de spermatozoïdes montrant l’absence de signal au niveau de l’annulus des spermatozoïdes d’un patient asthénozoospermique ainsi que la désorganisation de la pièce principale. Le noyau est coloré en bleu (DAPI) et le flagelle, la pièce intermédiaire comprenant les mitochondries, est coloré en rouge (Mitotracker). La septine 4 de l’annulus donne un marquage vert dans les spermatozoïdes contrôles (anticorps H-120, Santa Cruz). Des images identiques sont obtenues par immunodétection des protéines septine 7 ou TAT1/Slc26A8, suggérant l’absence de l’annulus. Images a et a’ : spermatozoïdes d’un sujet fertile ; images b et b’ : spermatozoïdes d’un patient infertile présentant une asthénozoospermie modérée. Les images a’ et b’ correspondent à l’agrandissement d’un champ des images a et b, respectivement. Barres d’échelle : a et b = 5 µm ; a’ et b’ = 2 µm. B. L’analyse en microscopie électronique confirme l’absence de l’annulus et révèle une désorganisation sévère de la pièce intermédiaire dans les spermatozoïdes du patient infertile (photographie de droite). Chez le patient, les mitochondries sont de taille irrégulière et ne sont pas alignées en comparaison de celles de l’individu fertile (photographie de gauche). Dans les spermatozoïdes du patient, il existe également une disjonction entre la pièce intermédiaire et la pièce principale se traduisant par une région du flagelle sans mitochondries, ni gaine fibreuse. 1 : pièce intermédiaire ; 2 : annulus ; 3 : pièce principale. Barres d’échelle = 0,2 µm.

Bien que la contribution exacte de l’annulus au processus de croissance flagellaire et à la délimitation des territoires qu’occuperont les pièces intermédiaire et principale ne soit pas encore connue, une étude récente révèle son rôle de barrière de diffusion contrôlant vraisemblablement la localisation spatiotemporelle de molécules lors de la maturation du spermatozoïde. En effet, l’absence d’annulus - chez la souris dont le gène Septin 4 a été invalidé - compromet la relocalisation de la protéine de surface Basigin (CD147) depuis la pièce principale où elle est initialement confinée jusqu’à la pièce intermédiaire [16].

Chez l’homme, une absence de l’annulus a été mise en évidence dans les spermatozoïdes de sujets infertiles présentant une asthénozoospermie modérée [17–19] comme le montrent l’absence des septines et de la protéine TAT1 (Figure 4A) ainsi que l’analyse en microsopie électronique (Figure 4B). Chez ce patient [17, 18], l’absence d’annulus est associée à des défauts d’organisation de la gaine mitochondriale et à une disjonction des pièces intermédiaire et principale (Figure 4B), anomalies associées qui ont également été observées chez la souris knock out pour Tat1 [14].

Chez le trypanosome, le flagelle émerge de la cellule à partir d’une structure apparentée à l’annulus des spermatozoïdes de mammifères (flagellar pocket collar). Cette structure est contenue dans une poche localisée à la base du flagelle (flagellar pocket) et connue pour intervenir dans les mécanismes d’endocytose et d’exocytose [20]. Les septines sont également localisées sous forme d’un anneau à la base de certains cils primaires et sont essentielles à la croissance de ces derniers. Les septines et les structures de type annulus pourraient donc être impliquées dans des pathologies complexes affectant la ciliogenèse. Par ailleurs, les septines interagissent avec de nombreuses protéines et leur responsabilité dans diverses pathologies humaines est connue [21].

L’axonème est constitué d’un ensemble microtubulaire qui forme un cylindre de 0,25 µm de diamètre, de liens connectant les différents microtubules et de bras accrochés aux microtubules (Figure 2C). Tous les éléments associés aux microtubules (bras, ponts et liens) sont disposés de façon périodique tout le long de l’axonème.

Chez l’homme, des malformations de tous les composants de l’axonème (Tableau I, Figures 3F–3L) ont été décrites : elles sont présentes de manière soit isolée, soit composite (plusieurs composants affectés) [7, 22, 23]. Par exemple, l’absence des bras internes de dynéine, qui est associée à une absence des liens de nexine et entraîne une perte de la structure cylindrique de l’axonème (Figure 3G), n’a été rapportée que de manière composite. Les bras de dynéine internes sont constitués de plusieurs sous-structures dont la composition protéique est hétérogène, et l’absence d’une seule de ces entités pourrait ne pas être discernable en microscopie électronique de routine.

L’absence des microtubules centraux (Figure 3I) se caractérise par un défaut de croissance axonémale plus ou moins prononcé. On observe ainsi une absence de flagelles, des flagelles courts ou des flagelles très courts. Les trois phénotypes coexistent à des degrés divers dans un sperme et peuvent conduire à une asthénospermie totale. Par opposition à ce phénotype, l’existence de spermatozoïdes dont la longueur de l’axonème est excessive a été rapportée, mais chez un seul patient à ce jour [24].

L’absence des microtubules périphériques peut également être observée dans les spermes pathologiques. L’absence des doublets 1, 2 et 9 (Figure 3L) constitue une anomalie constitutionnelle, alors que l’absence des doublets 4 à 7 correspond à une anomalie secondaire résultant du clivage de l’axonème (le plus souvent associé à un enroulement ou repliement flagellaire).

L’organisation longitudinale bien spécifique des fibres denses (inégalité de longueur) (Figure 2B) suggère qu’elles puissent avoir un rôle dans la flexibilité du flagelle nécessaire au déplacement du spermatozoïde [25]. La gaine fibreuse contient également des facteurs énergétiques [26].

On connaît deux types d’anomalies constitutives de l’assemblage de la gaine fibreuse (par opposition à l’immaturité de la gaine fibreuse et aux désordres de la gaine fibreuse qui sont secondaires à certaines anomalies axonémales). Les colonnes longitudinales sont normalement en contact avec les doublets axonémaux 3 et 8. Dans le premier cas, un positionnement aberrant d’une ou des deux colonnes longitudinales entraîne une asymétrie de la répartition de la gaine fibreuse le long du flagelle et est associé à une anomalie de la longueur des fibres denses (Figure 3M). Les spermatozoïdes perdent alors la capacité d’adopter une courbure ample et, bien qu’ils se déplacent à une vitesse normale, ils sont incapables de progresser dans les voies génitales femelles (en particulier dans le mucus cervical) [25]. Dans le second cas en revanche, les anneaux de la gaine fibreuse sont anormalement disposés longitudinalement, ce qui entraîne la rigidité et l’immobilité des flagelles (Figure 3N) [27].

Certaines malformations flagellaires sont retrouvées chez des hommes qui présentent également une malformation de l’axonème des cils au niveau respiratoire ou primary ciliary dyskinesia (PCD), et parfois même un situs inversus (syndrome de Kartagener) [28]. À ce jour, quatre gènes ont été identifiés dont les mutations sont responsables du même type d’anomalie axonémale au niveau des cils et du flagelle. Ainsi les mutations des gènes CCDC39 (coiled-coil domain containing 39) et CCDC40 [29, 30] induisent, respectivement, une absence des bras internes de dynéine et des liens de nexine. Les mutations des gènes LRRC50 et Ktu, renommés respectivement dynein, axonemal, assembly factor 1 (DNAAF1) et DNAAF2, induisent une absence des deux bras de dynéine [31, 32]. Les produits de ces gènes sont donc nécessaires à la formation de différents types d’axonème (flagelle du spermatozoïde, cils respiratoires et cil nodal), ce qui les classe dans la catégorie des gènes responsables de ciliopathies complexes. Il est probable que ce soit également le cas pour les gènes DNA12 (dynein intermediate chain 2 gene) et RSPH9 (radial spoke head 9 homolog [Chlamydomonas]) responsables de PCD chez des hommes souffrant également d’infertilité. Cependant, l’analyse ultrastructurale des flagelles de ces patients n’ayant pas été faite, il est pour l’instant impossible de l’affirmer.

Par opposition, les patients dont les spermatozoïdes sont dépourvus de microtubules centraux et des structures adjacentes (gaine centrale) ne présentent pas de problèmes respiratoires, ni de situs inversus. Ceci suggère qu’il existe des gènes de l’axonème spécifiques du flagelle du spermatozoïde. Ce phénotype est souvent retrouvé chez les sujets d’une même fratrie et dans des cas de consanguinité, ce qui indique une origine génétique mais aucun gène n’a été identifié à ce jour.

L’absence de doublets axonémaux 1, 2 et 9 associée à une absence partielle des microtubules centraux est d’origine génétique, comme le suggère la présence d’une mutation à l’état hétérozygote du gène SPAG16 (sperm associated antigen 16) chez deux frères et l’observation des mêmes anomalies chez les souris Spag16^-/- [33].

Un seul gène impliqué dans une anomalie d’une structure non axonémale est connu chez l’homme. Il s’agit du gène qui code pour la septine 12 normalement contenue dans l’annulus. Deux de ces mutations sont associées à des anomalies flagellaires assez comparables à celles de souris knock out pour Septin 4 et Tat1 [34].

Finalement, des modifications de séquence de plusieurs gènes ont été décrites, mais dont on ne sait pas si elles affectent réellement la fonction des produits de ces gènes. C’est le cas du gène Tektin-t pour lequel des mutations à l’état hétérozygote ont été mises en évidence chez un sujet dont 25 à 50 % des spermatozoïdes étaient mobiles et présentaient des malformations flagellaires hétérogènes n’affectant pas tous les spermatozoïdes [35]. Il en est aussi de même pour les mutations des gènes codant pour les dynéines DNAI1, DNAH5 et DNAH11 identifiées chez sept hommes présentant une asthénospermie partielle (dont un patient présentant 16 % de spermatozoïdes mobiles) et dont les spermatozoïdes ne présentaient aucune anomalie des bras de dynéine [36]. Ces résultats sont surprenants dans la mesure où les mutations de ces gènes de dynéine sont connues pour être associées à une PCD et une totale immobilité ciliaire chez l’homme.

II est probable qu’une origine génétique pourrait concerner la majorité des malformations flagellaires que nous avons décrites dans cette revue pour une ou plusieurs des raisons suivantes : (1) elles affectent souvent des sujets d’une même fratrie et/ou ont une incidence familiale (cousins, oncles) ; (2) elles peuvent concerner des hommes issus de familles consanguines (Tableau I) ; (3) leur incidence est élevée chez des hommes issus d’une même région géographique [37]. Finalement, des malformations flagellaires comparables ont pu être mises en évidence par inactivation génique chez la souris [38].

Lorsque dans un couple, l’homme présente des anomalies flagellaires associées à une asthénospermie ou dyskinésie majeure, seule la méthode de procréation médicale assistée appelée intracytoplasmic sperm injection (ICSI) peut permettre au couple de procréer (Tableau I). Dans ces cas, le taux de réussite est de 25 à 50 % selon les études. Cet écart important peut s’expliquer par des différences notables dans les types d’anomalies flagellaires : le taux de réussite est plus élevé dans le cas d’anomalies des bras de dynéine que dans les autres types d’anomalies flagellaires [39].

Le répertoire des anomalies ultrastructurales flagellaires (nous n’avons évoqué que les phénotypes bien caractérisés) présentes dans les spermatozoïdes humains est particulièrement important comparé au répertoire des anomalies ultrastructurales identifiées dans les cellules somatiques. Cela peut s’expliquer par la position très stable des différents éléments flagellaires dans le spermatozoïde : de ce fait, même s’ils sont de taille très réduite comme les liens associés aux microtubules, l’absence de ces composants flagellaires est facilement et très précisément identifiable. L’existence de ces diverses anomalies soulève plusieurs questions quant aux mécanismes moléculaires et cellulaires, encore très peu connus, de la croissance flagellaire : quels facteurs régulent la succession des évènements cellulaires au cours de la morphogenèse du flagelle ? Quel est le rôle des structures cellulaires transitoires (dérivés du corps chromatoïde, corps associé au centriole, fuseau) observées au cours de la croissance flagellaire (Figure 1A) ?

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêt concernant les données publiées dans cet article.

Les auteurs remercient le Dr Gérard Gacon (Institut Cochin, Inserm U1016, CNRS UMR 8104, université Paris Descartes) pour la lecture critique de ce manuscrit. Les travaux de recherche des auteurs présentés dans cette revue ont été financés par l’Inserm, le CNRS, l’université Paris Descartes, l’agence nationale de la recherche (ANR-07-JCJC-0099), le ministère de l’éducation nationale et de la recherche scientifique et la fondation pour la recherche médicale (FRM).