Photo ci-dessus : biofilm de Candida (microscopie confocale) (© Estelle Cateau).

Candida species est le plus souvent considéré comme le quatrième microorganisme responsable d’infections systémiques nosocomiales et la cause la plus commune d’infection fongique chez les sujets immunodéprimés [ 1]. Ces vingt dernières années, l’augmentation de la fréquence des candidoses nosocomiales a entraîné un excès de mortalité chez les patients atteints et un allongement du temps d’hospitalisation. De plus, l’utilisation de thérapeutiques antifongiques onéreuses qu’elle requiert a contribué à l’augmentation des dépenses de santé [1, 2].

Chez les patients souffrant d’hémopathie maligne, de cancer, ayant subi une transplantation, ou encore hospitalisés en service de soins intensifs, plusieurs facteurs peuvent être à l’origine de l’augmentation des candidoses : l’utilisation fréquente de traitements antibiotiques et immunosuppresseurs, mais également l’emploi de dispositifs médicaux implantés (DMI) tels que les cathéters, sondes, etc.

La formation de biofilms sur les DMI est reconnue comme un facteur de risque majeur des candidémies¹ [ 3].

Des études réalisées in vitro montrent que les biofilms fongiques, au même titre que ceux formés par les bactéries (→) sont particulièrement résistants aux thérapeutiques usuelles [ 4– 6, 37], et représentent donc une source potentielle d’échec thérapeutique et de récidives de l’infection. Lorsqu’un biofilm s’est ainsi développé, la seule issue reste bien souvent le retrait du dispositif implanté [2].

(→) Voir la Synthèse de D. Lebeaux et J.M. Ghigo, page 727 de ce numéro

Des travaux in vitro et in vivo ont été menés depuis quelques années pour étudier l’intérêt de verrous antimicrobiens qui aideraient au maintien des DMI chez les patients pour lesquels un abord veineux reste indispensable.

D’après Donlan et Costerton [ 7], un biofilm est une « structure complexe caractérisée par des cellules irréversiblement attachées à une interface, enchevêtrées dans une matrice polymérique extracellulaire qu’elles ont produite, et exprimant un phénotype en accord avec leur croissance et leur transcription génomique ». Bien d’autres définitions ont été proposées mais les fondements restent les mêmes, à savoir une structure complexe de cellules incluses dans une matrice extracellulaire (MEC) [37] (→).

(→) Voir la Synthèse de D. Lebeaux et J.M. Ghigo, page 727 de ce numéro

Parmi les différentes espèces de Candida impliquées dans la formation de biofilms, C. albicans est l’espèce qui a fait l’objet des études les plus nombreuses [ 8, 9]. Elle est également l’espèce la plus fréquemment impliquée en cas de candidémie avec une fréquence qui varie, selon les régions géographiques, de 37 % en Amérique latine à 70 % en Norvège [1, 10].

L’étape préalable à la colonisation est représentée par l’adhérence des blastospores à la surface des biomatériaux recouverts d’un film glycoprotéique provenant de l’hôte [ 11, 12]. Cet attachement initial est très rapidement suivi du développement fongique [ 13]. Chandra et al. [9] ont décrit le déroulement de la formation du biofilm de C. albicans en distinguant trois phases : la phase précoce, la phase intermédiaire et la phase de maturation.

La phase précoce concerne les onze premières heures du développement. Des blastospores de Candida adhèrent à la surface d’un dispositif puis forment des microcolonies.

La phase intermédiaire, entre 12 et 30 h d’évolution du biofilm, est caractérisée par la synthèse d’une MEC qui, par son aspect de « brouillard », vient recouvrir les colonies fongiques.

Au cours de la phase de maturation (environ 38 à 72 h), la MEC s’épaissit et finit par englober complètement les éléments fongiques. À ce stade, il n’est quasiment plus possible de distinguer les blastospores, tandis que le mycélium et le pseudomycélium restent visibles dans la matrice.

Le processus de dissémination de la levure est ensuite déclenché par le détachement de fragments du biofim [ 14, 15]. Cette chronologie laisse finalement apparaître deux couches distinctes dans l’architecture du biofilm fongique : une couche basale de blastospores d’une épaisseur de 10-12 µm qui constitue la couche d’ancrage au support, surmontée d’une couche plus aérée composée d’hyphes et de MEC, d’une épaisseur d’environ  450 µm [9].

Cependant, la formation de telles structures dépend de nombreux facteurs, parmi lesquels la nature du substrat. Des substrats rugueux, comme le latex et le PVC, ont tendance à favoriser le développement d’un biofilm. Des surfaces plus lisses permettent une adhérence initiale uniforme, la matrice produite est régulière et homogène et les deux couches du biofilm bien discernables. C’est le cas du polyuréthane et du silicone 100 %, beaucoup moins propices à la formation d’un biofilm « solide » et utilisés dans la fabrication des cathéters [ 16].

Les DMI, tels que les cathéters, constituent donc d’excellents substrats pour le développement de microorganismes. Au sein de ces biofilms, les levures deviennent résistantes à la fois aux antifongiques et aux mécanismes de défense de l’hôte [ 5–7]. Les biofilms constituent ainsi une source continue d’infection [4].

La résistance intrinsèque des biofilms fongiques aux agents antimicrobiens est un phénomène multifactoriel impliquant notamment : l’importance de la densité cellulaire à l’intérieur du biofilm ; le rôle et l’épaisseur de la MEC ; le taux de stérols de la membrane fongique ; un ralentissement de la croissance fongique et une pénurie en nutriments ; et l’expression de gènes de résistance, en particulier ceux codant pour des pompes à efflux et la présence de cellules « persistantes » [14, 17, 18, 37].

En cas de traitement systémique, la molécule antifongique agit sur les cellules détachées, et potentiellement sur celles de la périphérie du biofilm sans parvenir à atteindre les levures situées dans l’épaisseur de la structure ; ceci peut expliquer la réponse négative possible des hémocultures alors que le biofilm persiste.

Les infections fongiques sur DMI (cathéter notamment) étant ainsi particulièrement difficiles à traiter [4, 6], elles restent un problème majeur pour la thérapeutique antifongique. Les dernières recommandations de l’IDSA (Infectious diseases society of America) en 2009 sont de procéder au retrait du cathéter pour enrayer l’infection [2]. Cependant, chez certains patients (instables cliniquement, recevant une nutrition parentérale au long cours, disposant de voies veineuses difficiles d’accès, etc.), une alternative au retrait du cathéter s’avère nécessaire [ 19– 21].

Une approche thérapeutique différente, appelée « traitement verrou » ou lock therapy peut, dans certains cas, être envisagée. Son principe repose sur le remplissage in situ de la lumière du cathéter par un faible volume d’une solution très concentrée en agent antimicrobien (100-1000 fois la concentration minimale inhibitrice [CMI]) laissée en place pendant quelques heures à quelques jours. La solution concentrée joue alors un rôle de « verrou » sur la lumière du cathéter [ 22– 24].