Depuis le mois de mars 2014, la plus grosse épidémie due au virus Ebola touche l’Afrique de l’Ouest au travers de la Guinée, du Libéria et de la Sierra Leone. Ce virus, tout comme le virus Marburg, appartient à la famille des Filoviridae. Ils doivent leur nom à la morphologie filiforme des virions. Ce sont des agents pathogènes de niveau 4, responsables de fièvres hémorragiques virales (FHV) souvent fatales chez les primates humains et non humains. Il n’existe à l’heure actuelle aucun traitement curatif ou prophylactique commercialement disponible capable d’endiguer ces infections. Dans cette revue, nous nous attacherons à décrire les multiples mécanismes des dérégulations physiologiques observées dans les infections à filovirus.

Ces filovirus appartiennent à l’ordre des Mononegavirales, qui regroupe les virus à ARN négatif simple brin non segmentés. Les genres Marburgvirus, Ebolavirus et Cuevavirus constituent la famille des Filoviridae. Il existe cinq espèces de virus Ebola : Zaïre, Reston, Bundibugyo, Sudan et Taï Forest ; deux espèces de virus Marburg : les virus Marburg et Ravn ; et une seule espèce décrite de Cuevavirus, le virus Lloviu [1].

Les filovirus ont en commun la structure de leur génome. Celle-ci est composée d’une succession linéaire de gènes, séparée par de courtes régions intergéniques et codant pour la nucléoprotéine NP, la protéine VP35, la protéine VP40, la glycoprotéine sécrétée sGP et la glycoprotéine de surface (GP), la protéine VP30, la protéine VP24 et la polymérase L [2, 3]. Les protéines NP, VP35, VP30 et L constituent, avec l’ARN viral, le complexe réplicatif permettant la synthèse des ARN messagers viraux et la production d’ARN génomique et anti-génomique viral. Ce complexe, appelé ribonucléoprotéine, est transporté à la membrane plasmique. L’interaction avec la protéine de matrice VP40 déclenche le bourgeonnement des virions à la surface cellulaire. Ceux-ci sont ainsi enveloppés d’une bicouche lipidique et arborent à leur surface la glycoprotéine GP, responsable de l’attachement aux cellules cibles. Cette GP provient de l’édition du gène codant pour la sGP, un phénomène exclusivement retrouvé dans les virus Ebola et absent des virus Marburg [3]. Fait intéressant, bien que les protéines des virus Ebola et Marburg soient très similaires, leurs fonctions diffèrent. Ainsi, chez Ebola, la protéine VP24 bloque la réponse à l’interféron, alors que cette fonction est portée par la protéine de matrice VP40 dans le virus Marburg [4, 5]. La protéine VP24 du virus Marburg a, quant à elle, été récemment identifiée comme un effecteur important dans la régulation du stress oxydatif, par sa liaison à Keap1 (kelch-like ECH-associated protein 1) [6].

Depuis la découverte du premier filovirus (Marburg 1967), de nombreuses campagnes de recherche ont été entreprises afin de caractériser le réservoir de ces virus. Ces études ont permis d’identifier divers mammifères infectés par le virus Ebola et notamment des chauves-souris [7, 8]. En 2005, Éric Leroy et son équipe ont identifié l’ARN viral dans des organes de chauve-souris frugivores ne présentant aucun symptôme visible [9]. Trois espèces sont supposées être les réservoirs du virus Ebola : Hypsignathus monstrosus, Epomops franqueti et Myonycteris torquata (Figure 1). Cependant, il n’a jamais été possible de confirmer formellement la présence de virus infectieux chez ces espèces. À l’inverse, la circulation du virus Marburg dans les populations de Rousettus aegyptiacus et un lien direct entre les souches isolées de ces animaux et celle responsable d’épidémies chez l’homme ont pu être établis [10]. Les animaux porteurs de ce virus ne présentaient pas de symptôme apparent, montrant ainsi que cette espèce contrôle parfaitement la réplication du virus. Quant au virus Lloviu, son ARN a été découvert très récemment en Espagne lors d’une épidémie ayant décimé une population de chiroptères, les minioptères de Schreiber, en 2002 [11]. Aucun élément ne permet cependant d’affirmer que ce virus est responsable de la mortalité observée chez ces chauves-souris. Cette observation est la première réalisée chez des chauves-souris insectivores, ce qui sous-entend que les filovirus pourraient être retrouvés à plus grande échelle et dans des espèces beaucoup plus diverses.

Figure 1. Les chauves-souris, réservoirs présumés des filovirus. A. Hypsignathus monstrosus. B. Epomops franqueti. C. Myonycteris torquata. D. Rousettus aegyptiacus. E. Miniopterus Schreibersi.

Figure 1. Les chauves-souris, réservoirs présumés des filovirus. A. Hypsignathus monstrosus. B. Epomops franqueti. C. Myonycteris torquata. D. Rousettus aegyptiacus. E. Miniopterus Schreibersi.

Chez l’homme, les symptômes cliniques apparaissent après une phase d’incubation de 2 à 21 jours ; ils sont non spécifiques au début, sous la forme d’une brusque poussée de fièvre et de forts maux de tête qui durent 5 à 7 jours (Figure 2). Les patients souffrent le plus souvent de cachexie, de vomissements, de diarrhée, de douleurs abdominales et d’une altération de leur état mental. Dans 10 à 50 % des cas, des symptômes hémorragiques apparaissent sous forme d’hémorragies pétéchiales, de saignements au niveau du tractus digestif, des conjonctives, et très souvent aux points d’injections [12, 13]. Selon les épidémies et le type de virus, la présence de symptômes hémorragiques est variable. Notamment, il semble que dans l’épidémie actuelle en Afrique de l’Ouest, ceux-ci soient moins fréquents qu’à l’accoutumé [6]. Dans les infections fatales, le décès est lié de façon générale à une incapacité de la réponse immunitaire à contrôler la croissance virale, ce qui induit une défaillance multiviscérale, une dérégulation du système cardiovasculaire (pression sanguine, biodistribution des fluides) et une dérégulation de l’hémostase [15]. En dépit de l’extrême pathogénicité du virus Ebola, des patients infectés survivent à la phase aiguë de la maladie et guérissent de l’infection en absence de tout traitement, en contrôlant la réplication virale. Une réponse inflammatoire précoce et mesurée semble avoir un rôle dans le contrôle de l’infection par le virus Ebola [16]. Cependant, les mécanismes moléculaires mis en jeu sont peu connus. De plus, lors des épidémies de virus Ebola, des cas d’infections humaines asymptomatiques ont été identifiés chez des individus directement exposés à des patients ou à du matériel contaminé par le virus Ebola [17, 18]. Cette observation est à rapprocher du fait que la plupart des mammifères non primates infectés expérimentalement développent également une infection asymptomatique [8]. Ainsi, il existe probablement des facteurs génétiques ou immunitaires qui permettent de résister à l’infection.

Figure 2. Description de la fièvre hémorragique à virus Ebola. Schéma du développement des fievres hémorragiques à virus Ebola à partir des données des épidemies de Mosango, de Yambuku et Gulu (données OMS et [21]).

Figure 2. Description de la fièvre hémorragique à virus Ebola. Schéma du développement des fievres hémorragiques à virus Ebola à partir des données des épidemies de Mosango, de Yambuku et Gulu (données OMS et [21]).

La contamination par le virus se fait généralement au niveau des muqueuses (digestives, oculaires, etc.) ou via des lésions de la peau. Des études détaillées des infections à filovirus ont montré que les cellules dendritiques et les macrophages sont, dans ces tissus, les cellules cibles initiales [19–21]. Ces cellules mobiles répliquent activement le virus et transportent l’agent pathogène vers les ganglions lymphatiques régionaux, d’où, après d’autres cycles réplicatifs, des virions sont libérés par les voies lymphatiques et la circulation sanguine. Par la suite, les organes principalement infectés sont la rate et le foie. Dans ces tissus, le virus infecte les cellules parenchymateuses, y compris les hépatocytes et les cellules corticales surrénales, entraînant l’expansion des foyers de nécrose dus à la mort cellulaire viro-induite. Les conclusions des quelques rapports disponibles d’autopsie de patients infectés font état d’une hémorragie limitée dans les muqueuses, la peau et les organes parenchymateux, y compris l’estomac et les intestins, associée à de vastes zones de nécrose du parenchyme hépatique [22–25]. Des nécroses similaires, avec dépôt de fibrine, ont également été décrites dans la pulpe blanche et la pulpe rouge de la rate, modifiant souvent l’architecture de cet organe. De plus, bien que les cellules endothéliales en culture soient facilement infectées par le virus, il y a peu de preuves d’une réplication virale dans ces cellules in vivo avant les dernières étapes de la maladie [26].

Une nécrose multifocale est observée dans les tissus lymphoïdes ; celle-ci ne résulte pas directement de l’infection par le virus - les lymphocytes ne sont pas infectables -, mais provient d’un emballement du système immunitaire, qui, lui, est responsable de l’apoptose massive des lymphocytes [16, 17, 21, 27].

Durant l’évolution de la maladie, on note des modifications hématologiques - lymphopénie, hyperleucocytose - et biochimiques, dont une élévation des concentrations sériques d’aspartate et d’alanine aminotransférases, caractéristique de l’atteinte hépatique [28]. Une thrombocytopénie, associée à une augmentation des D-dimères (produits de dégradation de la fibrine), et une élévation du temps de céphaline activée sont retrouvées durant la phase aiguë de l’infection. Ces modifications reflètent la coagulation intravasculaire disséminée (CIVD) associée au syndrome hémorragique. Cette CIVD est une caractéristique majeure de l’infection à filovirus.

Ce syndrome se caractérise par la formation localisée de multiples caillots dans la circulation sanguine, ce qui a pour effet de « consommer » les facteurs de coagulation et les plaquettes. Ces thromboses localisées entraînent des défaillances fonctionnelles, et, simultanément, un déficit de la coagulation sanguine par « consommation » des facteurs de coagulation. Une CIVD est retrouvée chez l’homme atteint de fièvres hémorragiques à filovirus, ainsi que chez les primates non-humains infectés, mais pas chez les rongeurs, à l’exception du hamster [29]. Si la survenue d’une CIVD semble donc dépendre de l’espèce, la dérégulation du système immunitaire, elle, caractérise tous les modèles animaux et joue un rôle majeur dans l’absence de contrôle de la réplication virale. L’origine de la CIVD est multifactorielle ; certains facteurs sont liés directement aux virus, d’autres proviennent des dommages induits et de l’emballement de la réponse inflammatoire.

Le facteur tissulaire

Les études faites dans un modèle primate infecté par le virus Ebola Zaïre ont montré que les anomalies de la coagulation surviennent en tout début d’infection, lorsque les macrophages infectés expriment le facteur tissulaire (FT) à leur surface [30]. Cette glycoprotéine de 47 kDa est un récepteur transmembranaire exprimé par les épithéliums, les muqueuses, la capsule des organes et, de manière inductible, par les macrophages, les monocytes et les cellules endothéliales. Le facteur tissulaire est exprimé dans des compartiments qui ne sont pas normalement en contact avec le sang. Il joue un rôle de senseur des hémorragies, et induit la cascade de coagulation du sang lors de lésions qui mettent en contact le sang et les tissus. Cette protéine est également retrouvée, de façon pathologique, dans la circulation sanguine, à la surface de microparticules membranaires, et ce notamment en cas de CIVD. Ces microparticules sont notamment libérées par les monocytes. La stimulation des monocytes par des endotoxines, du TNF (tumor necrosis factor), de l’IL(interleukine)-1β ou encore par MCP-1 (monocyte chimoattractant protein 1), induit l’expression à leur surface du facteur tissulaire [31, 32]. La libération de facteur tissulaire actif dans la circulation contribue directement à la formation de thrombus [33]. En effet, le facteur tissulaire s’associe au facteur VIIa pour former un complexe protéolytique ; ces complexes FT- FVIIa activent d’autres molécules de FVII, ainsi que les FIX (le FIXa catalyse la formation de FXa) et FX, essentiels à la protéolyse massive de prothrombine en thrombine (Voir la figure 2 de [56]) (Figure 3). L’action de la thrombine sur le fibrinogène induit la génération de dépôts de fibrine, la formation de multiples thrombus et la consommation des facteurs de coagulation. Cette activation de la voie du facteur tissulaire - dite intrinsèque - conduit également à la consommation des plaquettes. De plus, le complexe FT-FVIIa est un élément de signalisation connu notamment pour induire dans les cellules un afflux de Ca²⁺ ; c’est aussi un facteur pro-inflammatoire (via l’induction d’IL-6 et d’IL-8) [34].

Figure 3. Rôle du facteur tissulaire dans l’initiation de la coagulation. L’association du facteur tissulaire (FT) avec le facteur VIIa constitue l’élément initiateur de nombreuses voies d’activation et notamment celle de l’activation du fibrinogène.

Figure 3. Rôle du facteur tissulaire dans l’initiation de la coagulation. L’association du facteur tissulaire (FT) avec le facteur VIIa constitue l’élément initiateur de nombreuses voies d’activation et notamment celle de l’activation du fibrinogène.

Différentes protéines recombinantes (rNAPC2 et APC/Xigris) inhibitrices de la voie du facteur tissulaire ont montré leur efficacité dans le traitement de l’infection à virus Ebola chez le singe [35, 36]. Le rNAPC2 (pour recombinant nematode anticoagulant protein c2) inhibe directement l’activité du complexe FT-FVIIA en se fixant sur le facteur X. Le Xigris, lui, est une forme recombinante de la protéine C activée¹ (APC). Cette protéine recombinante est indiquée dans le traitement des chocs septiques quelle qu’en soit la cause [57]. La protéine C activée est un élément clé de la régulation de la coagulation et, dans des modèles primates infectés, une chute de son taux a été observée [30, 35]. Cependant, une récente étude a montré que pendant l’épidémie à virus Ebola Sudan de 2000-2001, le taux de facteur tissulaire n’était pas élevé, et il n’y avait pas de corrélation entre ce taux et la présence de signes hémorragiques ou la létalité [37]. Les différences observées entre le modèle primate et l’homme pourraient être liées à des facteurs spécifiques de l’hôte ou du virus (virus Ebola Zaïre dans l’étude primate).

Comme nous l’avons montré, les causes du dérèglement de l’hémostase observé dans les infections à filovirus sont multiples et intriquées. Bien que les symptômes hémorragiques n’entraînent en général pas de perte volumique suffisante pour être la cause directe du décès, ils sont cependant la signature caractéristique de ce type d’infection. Le dérèglement systématique de l’hémostase en phase aiguë de l’infection est un élément clé de l’instauration du choc septique observé pendant les fièvres hémoragiques virales (Figure 4).

Figure 4. Origine multifactorielle du dérèglement de l’hémostase dans l’infection à filovirus. L’infection virale conduit au dérèglement de nombreux mécanismes qui par synergie résulte en l’instauration d’une CIVD et d’un état de choc.

Figure 4. Origine multifactorielle du dérèglement de l’hémostase dans l’infection à filovirus. L’infection virale conduit au dérèglement de nombreux mécanismes qui par synergie résulte en l’instauration d’une CIVD et d’un état de choc.

La récente étude de McElroy et collaborateurs [37] a mis en évidence pour l’épidémie à virus Ebola Sudan que la présence de symptômes hémorragiques était liée statistiquement à une hausse de la ferritine, de la thrombomoduline et du facteur soluble d’adhésion intracellulaire (sICAM), mais qu’il n’existait pas de corrélation avec le taux de facteur tissulaire. La connaissance des mécanismes impliqués dans l’activation du facteur tissulaire par certaines enzymes extracellulaires (par exemple PDI, protéine disulfure isomérase) reste encore peu explorée dans le cas des fièvres hémorragiques et constitue une thématique de recherche prometteuse. L’étude des interactions entre la glycoprotéine du virus Ebola et les lectines du sérum pourrait également aider à une meilleure compréhension de la pathologie et servir de marqueur prédictif. Ainsi, il existe par exemple une très grande variabilité interindividuelle du taux sérique de la MBL, liée à des différences de génotype.

Les différences observées entre les données in vitro, in vivo et épidémiologiques montrent à quel point il est important de clarifier les mécanismes exacts de la pathogenèse des filovirus. L’épidémie en cours en Afrique de l’Ouest révèle également certaines particularités : la symptomatologie est légèrement différente de celle qui a été observée dans le passé, et notamment la fréquence de symptômes hémorragiques est plus faible [14]. Dans le futur, il serait intéressant d’étudier les bases moléculaires de cette différence de pathogénicité.

Pour conclure brièvement sur le traitement des infections à filovirus, il semble qu’il doive se baser sur trois approches parallèles ; un traitement de support visant à rétablir les constantes vitales (hydratation, pression artérielle, paramètres hématologiques), un traitement antiviral (ARNi [TKM-Ebola], des inhibiteurs du cycle viral (Favipiravir), des anticorps monoclonaux [ZMApp]) et, enfin, un traitement visant à réguler les mécanismes physiologiques (rNapC2 et Xigris évoqués précédemment, héparine, plasmaphérèse, etc.). Cette dernière approche a montré des résultats encourageants dans des modèles primates (diminution de 30 % de la mortalité avec le rNapC2). De plus, les traitements de support qui font actuellement l’objet d’études par de nombreuses équipes médicales dans les cas des fièvres hémorragiques dues à la Dengue, pourraient s’avérer potentiellement transposables aux infections à filovirus [54, 55].

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêt concernant les données publiées dans cet article.