• comme agonistes, en simulant la fixation d’œstrogènes, mais avec des effets différents en fonction de l’interaction ultérieure avec des activateurs ou des inhibiteurs de transcription de certains gènes (Figure 3C).
• comme antagonistes, en empêchant la fixation de l’œstrogène et en inhibant ainsi son action médiée par la fixation au récepteur (Figure 3C).

Figure 3. Mécanismes d’action des lignanes phyto-œstrogènes. A. Mode d’action classique de l’œstrogène : Les œstrogènes se fixent sur des récepteurs intracellulaires α (ERα) et β (ERβ) appartenant à la famille des récepteurs nucléaires. Ils sont codés par deux gènes distincts chez l’homme. Les œstrogènes agissent sur leurs cellules/tissus cibles par l’intermédiaire de ces récepteurs suivant deux mécanismes distincts : (1) les effets génomiques, c’est-à-dire sur l’expression des gènes : après fixation des œstrogènes, les récepteurs se dimérisent et se fixent sur les séquences ERE (estrogen responsive element) localisées dans le promoteur des gènes cibles, activant ainsi la transcription de ces gènes et déclenchant une réponse soit de prolifération cellulaire, soit de différenciation sexuelle ; (2) les effets non génomiques qui concernent directement d’autres acteurs moléculaires dans les cellules, principalement des protéines. B. Similarités structurales (groupements phényls et hydroxyls en particulier) entre l’hormone sexuelle œstradiol et l’entérolactone, lui permettant de se lier aux récepteurs d’œstrogènes. On qualifie alors ces entérolignanes de SERM (specific estrogen receptor modulators). C. Mécanismes de modulation de l’activité de l’œstrogène. Les entérolignanes (exemple : entérolactone) peuvent se fixer sur les récepteurs d’œstrogènes et moduler la response œstrogénique. Cette réponse dépendra de la nature et des concentrations respectives du phyto-œstrogène et de l’œstrogène. Ils peuvent agir comme agonistes (simulent une fixation d’œstrogène) ou bien comme antagonistes (empêchent la fixation de l’œstrogène et inhibent donc son action médiée par la fixation au récepteur). La réponse variera avec les organes et les cellules en fonction des types de récepteurs œstrogéniques (les affinités des SERM sont différentes selon le récepteur) et de la présence d’activateurs (Act) et ou d’inhibiteurs (Rep) de transcription. Un même phyto-œstrogène peut donc avoir selon les organes, voire les tissus, un effet simulant ou au contraire contrariant l’effet de l’œstrogène naturel. Les phytoœstrogènes peuvent également agir en modulant la biosynthèse (inhibition de l’activité de l’aromatase) et l’activation (la sulfatation générant une forme inactive) des œstrogènes, ainsi qu’en modulant les teneurs en œstrogènes libres (en régulant la synthèse de SHBG, protéine se liant aux hormones sexuelles).

Figure 3. Mécanismes d’action des lignanes phyto-œstrogènes. A. Mode d’action classique de l’œstrogène : Les œstrogènes se fixent sur des récepteurs intracellulaires α (ERα) et β (ERβ) appartenant à la famille des récepteurs nucléaires. Ils sont codés par deux gènes distincts chez l’homme. Les œstrogènes agissent sur leurs cellules/tissus cibles par l’intermédiaire de ces récepteurs suivant deux mécanismes distincts : (1) les effets génomiques, c’est-à-dire sur l’expression des gènes : après fixation des œstrogènes, les récepteurs se dimérisent et se fixent sur les séquences ERE (estrogen responsive element) localisées dans le promoteur des gènes cibles, activant ainsi la transcription de ces gènes et déclenchant une réponse soit de prolifération cellulaire, soit de différenciation sexuelle ; (2) les effets non génomiques qui concernent directement d’autres acteurs moléculaires dans les cellules, principalement des protéines. B. Similarités structurales (groupements phényls et hydroxyls en particulier) entre l’hormone sexuelle œstradiol et l’entérolactone, lui permettant de se lier aux récepteurs d’œstrogènes. On qualifie alors ces entérolignanes de SERM (specific estrogen receptor modulators). C. Mécanismes de modulation de l’activité de l’œstrogène. Les entérolignanes (exemple : entérolactone) peuvent se fixer sur les récepteurs d’œstrogènes et moduler la response œstrogénique. Cette réponse dépendra de la nature et des concentrations respectives du phyto-œstrogène et de l’œstrogène. Ils peuvent agir comme agonistes (simulent une fixation d’œstrogène) ou bien comme antagonistes (empêchent la fixation de l’œstrogène et inhibent donc son action médiée par la fixation au récepteur). La réponse variera avec les organes et les cellules en fonction des types de récepteurs œstrogéniques (les affinités des SERM sont différentes selon le récepteur) et de la présence d’activateurs (Act) et ou d’inhibiteurs (Rep) de transcription. Un même phyto-œstrogène peut donc avoir selon les organes, voire les tissus, un effet simulant ou au contraire contrariant l’effet de l’œstrogène naturel. Les phytoœstrogènes peuvent également agir en modulant la biosynthèse (inhibition de l’activité de l’aromatase) et l’activation (la sulfatation générant une forme inactive) des œstrogènes, ainsi qu’en modulant les teneurs en œstrogènes libres (en régulant la synthèse de SHBG, protéine se liant aux hormones sexuelles).

On peut alors comprendre l’effet particulier observé chez des femelles de mammifères prépubères ou ménopausées dont le taux d’œstrogènes endogènes est très bas.

Une variabilité des effets est observée en fonction des organes cibles (centraux ou périphériques) et de la nature des récepteurs (ERα ou ERβ). Les affinités des SERM sont différentes selon le récepteur, par exemple les PE de légumineuses présentent une affinité plus grande pour les récepteurs ERβ. La fixation du PE sur un couple de récepteur peut entraîner le recrutement d’activateurs ou d’inhibiteurs, et ceci de façon différente par rapport à l’œstradiol. Toutes les cellules ne contiennent pas non plus les mêmes activateurs et inhibiteurs de transcription. Un même PE peut donc se comporter selon les organes, voire les tissus, comme agoniste ou antagoniste de l’œstrogène naturel.

Par ailleurs, les PE interviennent dans la biosynthèse des œstrogènes, en inhibant l’activité de l’aromatase impliquée spécifiquement dans la synthèse de ces hormones (Figure 3C), et en diminuant ainsi le taux d’œstradiol [ 6], y compris dans des cellules cancéreuses MCF-7 ER⁺ [ 7]. De plus, il y a interférence avec les étapes de conversion de l’œstradiol en d’autres formes de l’hormone, actives ou inactives (sulfatation de l’œstradiol, liaison à une protéine spécifique, SHBG) (Figure 3C) [ 8, 9]. Le rapport forme active/forme inactive se trouve ainsi modifié.

La capacité de l’entérodiol et de l’entérolactone à empêcher la multiplication de métastases a également été évaluée in vitro. Magee et al. [ 14] n’ont pas observé d’effet anti-invasif des entérolignanes dérivés des lignanes du lin dans le modèle des cellules MDA-MB-231 (ER- indépendante des œstrogènes) cultivées dans du Matrigel, contrairement à ce qui est observé avec des isoflavones phyto-œstrogènes comme la génistéine et la daidzeine. Chen et Thompson [ 15], utilisant un modèle expérimental similaire, ont confirmé ce résultat et noté un effet anti-invasif faible de l’entérolactone, voire nul de l’entérodiol, sur la lignée MDA-MB-231, alors qu’il est notable sur une lignée métastatique, MDA-MB-435 (ER-).

Parfois, l’action antitumorale des PE semble pouvoir être corrélée à des effets inhibiteurs de l’angiogenèse, et, chez la souris, une inhibition par l’entérodiol et l’entérolactone de l’angiogenèse associée à des tumeurs MCF-7 œstrogène-dépendantes a été décrite. Cette inhibition était associée à une baisse de sécrétion du facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF) [ 16].

Enfin, les lignanes du lin et leurs dérivés circulants ont montré in vitro une efficacité anti-oxydante élevée, évaluée en mesurant la protection de l’acide linoléique contre la peroxydation ou celle d’ADN lors de réactions de Fenton¹ [ 17, 18]. Ce pouvoir permettrait de lutter contre les radicaux libres dont on pense qu’ils favorisent l’apparition de tumeurs comme celles du côlon.

Il n’est pas exclu que plusieurs des mécanismes décrits précédemment agissent de concert, permettant par exemple de prévenir l’apparition des cancers liés aux dégâts oxydatifs, mais aussi leur développement, en réduisant la stimulation œstrogénique et l’angiogenèse et en stimulant l’apoptose cellulaire.

Figure 4. Mécanismes d’action de la podophyllotoxine et de son dérivé semi-synthétique, l’étoposide. A. La PTOX possède la capacité d’inhiber la prolifération cellulaire et de provoquer la mort cellulaire par apoptose en arrêtant la mitose en métaphase. Les microtubules sont constitués de protofilaments résultant de l’assemblage d’un hétérodimère formé des chaînes α et β de tubuline. Ce dimère de tubuline possède un site de liaison avec le GTP (en rouge). La polymérisation de la tubuline, GTP-dépendante, fait intervenir la protéine kinase CDK-1 (cyclin-dependent kinase-1). Des phosphatases assurent la dépolymérisation. L’effet antimitotique de la PTOX est le résultat de sa fixation sur le dimère de tubuline (sur le même site que la colchicine) qui provoque l’inhibition de la polymérisation de la tubuline et donc de l’assemblage des microtubules. B. L’étoposide (ETO), dérivé semi-synthétique de la PTOX, n’affecte pas l’assemblage des microtubules mais bloque le cycle cellulaire au niveau de la phase de synthèse (phase S). Il agit comme inhibiteur spécifique de la topo-isomérase II. Cette enzyme homodimérique contrôlant le degré de sur-enroulement de l’ADN effectue des coupures double-brin transitoires. Elle possède différents domaines : les domaines amino-terminaux possédant une activité ATPasique (en orange ; les sites de fixation de l’ATP sont représentés par un astérisque rouge) ; les domaines de capture de l’ADN (en violet) ; les régions B’ importantes pour la fixation du segment G d’ADN ; les régions CAP qui contiennent les deux tyrosines du site actif de l’enzyme ; et les domaines carboxy-terminaux qui contiennent d’autres résidus importants pour la catalyse et permettent, avec les régions CAP, le passage du segment T d’ADN. La catalyse débute par la capture puis la fixation de l’ADN (segment G). Puis en présence de cations divalents un équilibre coupure/ligation va s’établir. La coupure s’effectue par trans-estérification et fait intervenir les deux résidus tyrosine du site actif. Elle aboutit à la formation d’une liaison covalente (liaison phospho-tyrosyle) entre l’extrémité 5’ du fragment d’ADN et l’enzyme. La fixation de deux molécules d’ATP au niveau des domaines amino-terminaux provoque un changement de conformation de l’enzyme permettant le passage du segment T à travers la coupure du brin G. À la suite de cette translocation, la religation du segment G se produit puis l’hydrolyse de l’ATP va permettre le relargage de l’ADN et le retour de l’enzyme à sa conformation initiale. L’étoposide modifie l’activité de la TopII en se fixant par l’intermédiaire de liaisons faibles dans le domaine de fixation de l’ATP et en interagissant avec le site actif, ce qui a pour conséquence de stabiliser la coupure double brin de l’ADN et d’inhiber le passage de l’autre brin d’ADN à travers la coupure. La partie de la molécule d’étoposide en interaction avec la TopII est encadrée en rose (d’après [ 39]). C. Représentation schématique du cycle cellulaire et du niveau d’intervention de la PTOX et de l’ETO. Le cycle cellulaire, intervalle de temps séparant deux divisions, comporte quatre étapes : une phase G1 (gap1 ou growth phase 1) préparant à la synthèse de l’ADN, une phase de synthèse de l’ADN (phase S), une phase G2 (gap2 ou growth phase 2) qui prépare à la division cellulaire et une phase de division cellulaire (phase M ou mitose), les trois premières phases constituant l’interphase. Entre chacune de ces étapes, il existe des points de contrôle qui ont pour but de vérifier l’intégrité de l’ADN et qui autorisent la poursuite du cycle cellulaire ou envoient la cellule vers l’apoptose en cas de perte de l’intégrité cellulaire. Les cibles moléculaires de la PTOX et de l’étoposide sont différentes et ils agissent également à deux niveaux différents du cycle cellulaire. La PTOX bloque les cellules au niveau de la mitose alors que l’étoposide intervient au moment de la phase de synthèse.

Figure 4. Mécanismes d’action de la podophyllotoxine et de son dérivé semi-synthétique, l’étoposide. A. La PTOX possède la capacité d’inhiber la prolifération cellulaire et de provoquer la mort cellulaire par apoptose en arrêtant la mitose en métaphase. Les microtubules sont constitués de protofilaments résultant de l’assemblage d’un hétérodimère formé des chaînes α et β de tubuline. Ce dimère de tubuline possède un site de liaison avec le GTP (en rouge). La polymérisation de la tubuline, GTP-dépendante, fait intervenir la protéine kinase CDK-1 (cyclin-dependent kinase-1). Des phosphatases assurent la dépolymérisation. L’effet antimitotique de la PTOX est le résultat de sa fixation sur le dimère de tubuline (sur le même site que la colchicine) qui provoque l’inhibition de la polymérisation de la tubuline et donc de l’assemblage des microtubules. B. L’étoposide (ETO), dérivé semi-synthétique de la PTOX, n’affecte pas l’assemblage des microtubules mais bloque le cycle cellulaire au niveau de la phase de synthèse (phase S). Il agit comme inhibiteur spécifique de la topo-isomérase II. Cette enzyme homodimérique contrôlant le degré de sur-enroulement de l’ADN effectue des coupures double-brin transitoires. Elle possède différents domaines : les domaines amino-terminaux possédant une activité ATPasique (en orange ; les sites de fixation de l’ATP sont représentés par un astérisque rouge) ; les domaines de capture de l’ADN (en violet) ; les régions B’ importantes pour la fixation du segment G d’ADN ; les régions CAP qui contiennent les deux tyrosines du site actif de l’enzyme ; et les domaines carboxy-terminaux qui contiennent d’autres résidus importants pour la catalyse et permettent, avec les régions CAP, le passage du segment T d’ADN. La catalyse débute par la capture puis la fixation de l’ADN (segment G). Puis en présence de cations divalents un équilibre coupure/ligation va s’établir. La coupure s’effectue par trans-estérification et fait intervenir les deux résidus tyrosine du site actif. Elle aboutit à la formation d’une liaison covalente (liaison phospho-tyrosyle) entre l’extrémité 5’ du fragment d’ADN et l’enzyme. La fixation de deux molécules d’ATP au niveau des domaines amino-terminaux provoque un changement de conformation de l’enzyme permettant le passage du segment T à travers la coupure du brin G. À la suite de cette translocation, la religation du segment G se produit puis l’hydrolyse de l’ATP va permettre le relargage de l’ADN et le retour de l’enzyme à sa conformation initiale. L’étoposide modifie l’activité de la TopII en se fixant par l’intermédiaire de liaisons faibles dans le domaine de fixation de l’ATP et en interagissant avec le site actif, ce qui a pour conséquence de stabiliser la coupure double brin de l’ADN et d’inhiber le passage de l’autre brin d’ADN à travers la coupure. La partie de la molécule d’étoposide en interaction avec la TopII est encadrée en rose (d’après [ 39]). C. Représentation schématique du cycle cellulaire et du niveau d’intervention de la PTOX et de l’ETO. Le cycle cellulaire, intervalle de temps séparant deux divisions, comporte quatre étapes : une phase G1 (gap1 ou growth phase 1) préparant à la synthèse de l’ADN, une phase de synthèse de l’ADN (phase S), une phase G2 (gap2 ou growth phase 2) qui prépare à la division cellulaire et une phase de division cellulaire (phase M ou mitose), les trois premières phases constituant l’interphase. Entre chacune de ces étapes, il existe des points de contrôle qui ont pour but de vérifier l’intégrité de l’ADN et qui autorisent la poursuite du cycle cellulaire ou envoient la cellule vers l’apoptose en cas de perte de l’intégrité cellulaire. Les cibles moléculaires de la PTOX et de l’étoposide sont différentes et ils agissent également à deux niveaux différents du cycle cellulaire. La PTOX bloque les cellules au niveau de la mitose alors que l’étoposide intervient au moment de la phase de synthèse.

En revanche, la PTOX sert à la préparation de glycosides hémisynthétiques, téniposide et étoposide (Figure 1C) aujourd’hui largement utilisés comme cytotoxiques anticancéreux [ 20]. L’étoposide est délivré en polythérapie en association avec d’autres produits anticancéreux et en particulier les dérivés du platine comme le cisplatine ou le carboplatine : il fait partie du traitement de référence de certains cancers comme ceux du poumon à petites cellules depuis les années 1980 [ 21, 22]. Parmi les autres cancers traités par cette association, on peut citer également les tumeurs embryonnaires, les neuroblastomes, les cancers du rein, du sein, de la prostate, ainsi que les lymphomes hodgkiniens ou non hodgkiniens et les leucémies aiguës.

Bien que constituant une partie du traitement de référence, l’étoposide et le téniposide ne sont pas sans inconvénients, dont certains sont communs à toutes les drogues cytotoxiques comme la toxicité hématologique, ou encore le développement de résistances [22].

De plus, probablement en raison de sa capacité à provoquer des dommages à l’ADN (en particulier des réarrangements dans le gène MLL) [ 23], l’étoposide peut aussi induire des leucémies secondaires, voire des leucémies infantiles suite à une exposition in utero, lorsque les doses cumulées totales dépassent 2 000 mg/m² [ 24] (les doses quotidiennes habituellement délivrées sont d’environ 100 mg/m², par exemple en traitement de trois jours).

Les cytotoxiques dérivés de la PTOX présentent l’intérêt de provoquer peu de vomissements et d’irritations (la forme téniposide peut entraîner plus fréquemment des irritations), et leur effet alopéciant est modéré. L’étoposide-base est administrable per os, ce qui en soi constitue un avantage, mais son absence d’hydrosolubilité (et celle du téniposide) nécessite l’utilisation de solvants non aqueux si son administration intraveineuse est envisagée. Il s’agit classiquement d’alcool benzylique ou éthylique, excipients entraînant des effets notoires, d’où une administration en perfusion lente. La solubilité de l’étoposide phosphate (Etopophos^®) est améliorée par la présence de groupements fonctionnels phosphates, ce qui permet la reconstitution du médicament dans de l’eau ppi, une solution de glucose à 5 % ou de NaCl à 0,9 % ; dans ce dernier cas, la durée de perfusion peut être réduite [ 25].

La TopII, dont il existe deux isoformes chez l’homme, joue un rôle fondamental en contrôlant la topologie de l’ADN lors de nombreuses étapes du cycle cellulaire (réplication, ségrégation des chromosomes) ou encore lors de la transcription [ 27, 28]. TopIIa intervient dans la réplication et la ségrégation des chromosomes, alors que TopIIβ semble impliquée dans la transcription [ 29]. Les TopII humaines sont des homodimères composés de trois domaines (Figure 4B) : un domaine amino-terminal possédant une activité ATPasique, un domaine catalytique central contenant le résidu tyrosine dont le groupement hydroxyle permet la formation du complexe ADN-TopII ainsi que les réactions de trans-estérification impliquées dans le processus de coupure et religation de l’ADN, et un domaine carboxy-terminal contenant le signal de localisation nucléaire (NLS). La TopII est capable de catalyser des coupures transitoires d’un ADN double brin afin de modifier le niveau de super-enroulement de l’ADN. Le mécanisme réactionnel (Figure 4B) implique la fixation puis la coupure transitoire d’un segment d’ADN double brin (segment G), puis le transport à travers cette coupure d’un autre ADN double brin (segment T) et enfin la religation du segment G permettant ainsi de relaxer une structure super-enroulée. Ces coupures double brin permettent également la ségrégation des chromosomes au cours de la mitose. Pour catalyser cette réaction, la TopII nécessite deux co-facteurs le magnésium et l’ATP.

L’étoposide ne possède qu’une faible affinité pour l’ADN, et se fixerait au niveau du site de fixation de l’ATP amino-terminal et/ou au niveau du site catalytique, empêchant ainsi la fixation de l’ATP et donc le changement de conformation qui permet le passage du segment T à travers la coupure [ 30]. L’étoposide n’inhibe pas les fonctions catalytiques de la TopII, mais il augmente le nombre de coupures double brin catalysées par cette enzyme sur l’ADN dans les cellules en prolifération. En effet, le complexe covalent TopII-ADN est normalement très transitoire mais des composés comme l’étoposide vont le stabiliser, le rendant alors nocif pour la cellule [ 31]. Le taux de religation est diminué (de façon dose-dépendante), ce qui provoque l’accumulation de coupures double brin, responsables d’instabilité génomique dans les cellules en cours de division. Les altérations de la structure de l’ADN sont alors détectées (via l’activation de la kinase ATM, responsable de la réponse aux dommages subis par l’ADN), ce qui va provoquer l’intervention de la forme activée de la protéine suppressive de tumeur p53, conduisant à l’arrêt du cycle cellulaire (en G2) et/ou à l’apoptose [23]. L’emballement des divisions des cellules cancéreuses est ainsi stoppé, d’où le bénéfice thérapeutique. L’angiogenèse est également inhibée par l’action de la protéine p53 freinant indirectement le développement des tumeurs. L’hypoxie pouvant exister au cœur des tumeurs solides peut inhiber l’effet de l’étoposide et expliquer certains des cas de résistance à ce composé. In vitro, cette inhibition par l’hypoxie est observée dans des cellules d’hépatocarcinome Hep G2, mais l’effet inverse est constaté avec des cellules tumorales mammaires MCF7 (deux lignées avec p53 non mutée) [ 32].

Pour que l’étoposide soit efficace, la présence de la protéine p53 semble donc indispensable, or une proportion importante des cancers (environ la moitié des cancers bronchiques) présente une mutation dans le gène de la protéine p53 ou de l’une de ses protéines régulatrices comme p14^ARF, ce qui devrait compromettre l’efficacité de ce composé. Cependant, l’étoposide peut également avoir une action même en cas de mutations touchant les gènes codant pour les protéines ATM, p14^ARF ou p53. Dans le cas d’une mutation de la protéine ATM, cela s’explique par l’existence d’une autre voie : l’intervention de la kinase ATR, permettant de maintenir un haut niveau d’activité de la protéine p53, ayant pour conséquence la stimulation d’expression d’autres gènes impliqués dans l’apoptose. Mais manifestement la voie faisant intervenir la protéine p53 n’est pas la seule impliquée dans l’effet pro-apoptotique de l’étoposide. En effet, Clifford et al. [ 33] ont constaté que ce composé était capable de provoquer l’arrêt du cycle cellulaire en G2 même chez des cellules HT1080 ayant une forme mutante négative dominante de p53. Bjorling-Poulsen et Issinger [ 34], pour leur part, ont observé que l’étoposide inhibait l’expression de plusieurs gènes régulant le cycle cellulaire chez une lignée cellulaire HL-60 (leucémie) présentant aussi un gène p53 muté.

Depuis plus de dix ans, de nouvelles molécules proches de l’étoposide et dérivées de la PTOX sont produites et testées. Plusieurs objectifs sont poursuivis, notamment améliorer la solubilité en milieu aqueux, la demi-vie ou la disponibilité dans la cellule, mais surtout augmenter l’efficacité cytotoxique et échapper aux résistances (dues par exemple à un efflux par des transporteurs de la famille ABC). Une meilleure sélectivité peut aussi être recherchée. Ainsi Castro et al. [ 37] ont synthétisé à partir de PTOX un composé actif in vitro contre des cellules de carcinome du côlon. Une autre démarche vise à produire des composés de structure plus simple, efficaces en mélange racémique et pouvant donc être synthétisés facilement, cela est délicat car il semble que la stéreochimie du carbone 9 soit importante pour l’activité biologique. Toutefois Magedov et al. [ 38] relatent l’obtention de composés racémiques capables d’induire l’apoptose de cellules de lymphome (lignée Jurkat).

La compréhension des mécanismes moléculaires sous-jacents à l’interaction étoposide-TopoII et aux résistances a permis de définir des axes pour le développement de nouveaux dérivés. Les modifications portent essentiellement sur les substituants du noyau E, qui déterminent l’interaction avec la TopIIa et les substituants du C₄ du noyau C qui influencent plutôt la disponibilité cellulaire [39]. Certains composés tels que le TOP-53 et le GL-331 (Figure 1C) font actuellement l’objet de tests cliniques [ 40]. Les travaux récents d’Azarova et al. [29] ont démontré que les leucémies secondaires aigües induites par l’étoposide impliquaient préférentiellement la formation de complexes avec l’isoforme TopIIβ alors que les complexes conduisant à l’inhibition de la TopIIα avaient un effet cytotoxique et donc curatif. Ces résultats témoignent de la nécessité de développer à l’avenir des molécules ciblant spécifiquement l’isoforme TopIIα.

Ce problème d’approvisionnement est à l’origine d’une recherche active de sources alternatives de PTOX. Depuis le début des années 1990, de nombreux travaux témoignent de la volonté des chercheurs de mettre au point des systèmes biologiques confinés in vitro (racines transgéniques, cultures cellulaires provenant de Podophyllum ou d’autres genres tels Hyptis, Anthriscus, Juniperus ou Dysosma) produisant de la PTOX ou ses dérivés [ 42]. Dans cette optique, le genre Linum apparaît comme un bon modèle pour la poursuite des études sur les lignanes. En effet, des lins sauvages tels que Linum album ou Linum flavum (Figure 2) accumulent respectivement de la PTOX et de la 6-méthoxy-PTOX [ 43]. La voie du génie génétique, qui nécessite le clonage des gènes codant les enzymes limitantes de cette voie métabolique, couplée à des méthodes de supplémentation en précurseurs simples pourrait également offrir de nouvelles perspectives.