La reproduction sexuée implique la différenciation de cellules diploïdes en cellules reproductrices haploïdes qui, après fécondation, forment des cellules diploïdes portant chaque chromosome en deux exemplaires, dits homologues, un d’origine maternelle et un d’origine paternelle. Le passage de l’état diploïde à l’état haploïde est réalisé lors de la méiose par un cycle cellulaire modifié constitué d’une phase de réplication suivie de deux divisions successives [ 1]. Avant la première division, des échanges entre chromosomes homologues se produisent, par un processus appelé recombinaison méiotique ( Figure 1 ). Ces échanges, ou crossing-over, sont nécessaires pour la ségrégation des chromosomes en première division de méiose et contribuent à augmenter la diversité génétique en créant de nouvelles combinaisons d’allèles. La recombinaison méiotique est ainsi à la fois un mécanisme moléculaire qui assure la formation des gamètes avec un contenu chromosomique normal et donc la fertilité, et un mécanisme qui contribue à l’évolution des génomes.

Figure 1 Le crossing-over. Un événement de crossing-over résulte de la formation d’une cassure double brin (CDB) sur une des chromatides d’un des génomes parentaux (bleu clair et bleu foncé) d’une cellule diploïde en prophase de méiose, qui est réparée par recombinaison avec le chromosome homologue. La recombinaison conduit soit à un échange réciproque ou crossing-over qui crée une connexion entre les homologues dont les chromatides sœurs sont associées par les cohésines (rouge), soit à une réparation sans crossing-over (non montré). Lors de cette réparation, une petite région (quelques centaines de paires de bases) autour de la CDB est remplacée par la séquence de la chromatide homologue. La manifestation cytologique du crossing-over, visible en fin de prophase, est le chiasma.

Figure 1 Le crossing-over. Un événement de crossing-over résulte de la formation d’une cassure double brin (CDB) sur une des chromatides d’un des génomes parentaux (bleu clair et bleu foncé) d’une cellule diploïde en prophase de méiose, qui est réparée par recombinaison avec le chromosome homologue. La recombinaison conduit soit à un échange réciproque ou crossing-over qui crée une connexion entre les homologues dont les chromatides sœurs sont associées par les cohésines (rouge), soit à une réparation sans crossing-over (non montré). Lors de cette réparation, une petite région (quelques centaines de paires de bases) autour de la CDB est remplacée par la séquence de la chromatide homologue. La manifestation cytologique du crossing-over, visible en fin de prophase, est le chiasma.

Les premières mises en évidence de crossing-over datent du début du xx ^e siècle alors que la théorie chromosomique des gènes n’était encore qu’une hypothèse. La première carte génétique a été établie par A.H. Sturtevant dans le laboratoire de T. Morgan en 1913 [ 2]. Ces travaux ont permis de proposer que les gènes étaient positionnés le long des chromosomes et pouvaient être réassociés par des événements d’échanges se produisant à des fréquences variables selon leur distance et selon d’autres facteurs non déterminés [ 3]. La théorie chromosomique des gènes a été validée par la suite, ainsi que la correspondance entre les réassociations de gènes et les échanges chromosomiques [ 4].

L’étude des événements de recombinaison méiotique s’est développée chez de nombreux organismes par des approches diverses qui ont révélé une forte conservation évolutive des mécanismes impliqués : les crossing-over résultent d’une induction programmée de cassures double brin de l’ADN (CDB) catalysées par la protéine Spo11 [ 5], suivie de leur réparation par recombinaison avec le chromosome homologue ( Figure 1 ). La localisation des événements de recombinaison peut être analysée soit par la cartographie moléculaire des extrémités des CDB (chez les levures), soit par la cartographie des crossing-over (chez les mammifères notamment). Une des questions majeures restée sans réponse était de comprendre ces cartes, caractérisées par une localisation non aléatoire le long des chromosomes des événements de recombinaison préférentiellement situés dans de petites régions appelées points chauds [ 6].

Nous présentons ici les résultats récents obtenus chez les levures Saccharomyces cerevisiae et Schizosaccharomyces pombe et chez les mammifères, qui ont permis d’identifier des éléments de contrôle importants dans la localisation des points chauds et donc dans la distribution des crossing-over le long des chromosomes.

Chez S. cerevisiae, les CDB sont situées dans leur très grande majorité dans des régions promotrices [ 7]. Chez S. pombe, les CDB sont préférentiellement localisées dans de longues régions intergéniques, très espacées les unes des autres, sans corrélation avec la présence d’un promoteur [ 8]. Chez ces deux espèces il n’a pas été trouvé de séquence consensus spécifique aux sites de CDB.

Modifications des histones

Un autre aspect de la fonction de la chromatine dans la formation des CDB méiotiques est l’ensemble des modifications post-traductionnelles des histones. Parmi celles-ci deux types distincts ont été décrits : celles qui sont associées à un état de la chromatine « ouvert » (méthylation d’H3K4, acétylation d’H3 et H4) et celles qui sont associées à un état de la chromatine « fermé » (méthylation d’H3K9). Ces modifications sont souvent impliquées dans le recrutement de facteurs de remodelage de la chromatine ou de facteurs de transcription [ 20].

Chez S. cerevisiae, la recombinaison à HIS4 est plus élevée en absence de deux facteurs impliqués dans la déacétylation des histones (Rpd3, une désacétylase de l’histone H4 et Set2, une histone méthyltransférase capable de recruter Rpd3 sur la chromatine) [ 21]. De même, la délétion du gène SIR2, codant pour une histone désacétylase spécifique d’H4K16, entraîne une augmentation des CDB dans les régions subtélomériques et les gènes ribosomiques, qui sont normalement les cibles de Sir2 [ 22]. La stimulation de la recombinaison chez ce mutant est probablement due à l’augmentation locale de l’acétylation des histones, qui rend la chromatine plus accessible. Chez S. pombe, le rôle des membres des complexes de remodelage de la chromatine SAGA et Mst2 dans l’activité du point chaud M26 met aussi en jeu leur fonction d’acétylation des histones [12, 17].

Plusieurs études convergent vers un rôle important de la méthylation de la lysine 4 de l’histone H3 (H3K4) dans la formation des CDB méiotiques chez S. cerevisiae. Cette modification est associée à la transcription et se situe en général sur le premier ou les deux premiers nucléosomes des gènes activement transcrits. Elle est assurée par une histone méthyltransférase, Set1 chez S. cerevisiae, recrutée sur la chromatine par l’ARN polymérase II en début d’élongation. Cette marque peut être lue par des protéines dites effectrices [ 23] qui participent au maintien de la structure ouverte de la chromatine pendant la transcription. Dans des souches set1∆, dont la triméthylation d’H3K4 est absente, on observe une réduction des CDB méiotiques [ 24]. Cette analyse a été récemment étendue à l’ensemble du génome [ 25] : par immunoprécipitation de la chromatine d’une souche sauvage et révélation sur puce à ADN (ChIP-chip, chromatin immunoprecipitation on chip), un enrichissement de la triméthylation d’H3K4 est observé près des sites de CDB, indépendamment de la formation des CDB par Spo11, même avant l’entrée en méiose. De plus, dans le mutant set1∆, la formation des CDB est réduite dans 84 % des points chauds par rapport à une souche sauvage ( Figure 2 ). On observe en revanche dans le mutant set1∆ de nouveaux points chauds à des sites très faiblement triméthylés dans la souche sauvage, ce qui suggère l’existence (ou l’activation) d’un mécanisme indépendant de Set1 ( Figure 2 ). Il est à noter que S. pombe ne semble pas utiliser la triméthylation d’H3K4 pour la formation des CDB puisqu’un mutant set1∆ n’a pas de défaut de sporulation [ 26].

Figure 2 Association des points chauds de cassure double brin (CDB) avec la triméthylation de la lysine 4 de l’histone H3 chez la levure S. cerevisiae. La triméthylation de la lysine 4 de l’histone H3 (H3K4me3, rectangles verts) est associée aux promoteurs des gènes (flèches noires) transcriptionnellement actifs. Chez une levure sauvage, les points chauds de CDB (pics noirs) sont associés à cette triméthylation. Dans une souche invalidée pour Set1 (set1Δ), la seule H3K4 méthyltransférase, la fréquence de CDB est diminuée dans la majorité des points chauds. Cependant, certaines régions, froides pour les CDB et très faiblement triméthylées chez une souche sauvage, se révèlent devenir des points chauds chez le mutant set1Δ (pics rouges).

Figure 2 Association des points chauds de cassure double brin (CDB) avec la triméthylation de la lysine 4 de l’histone H3 chez la levure S. cerevisiae. La triméthylation de la lysine 4 de l’histone H3 (H3K4me3, rectangles verts) est associée aux promoteurs des gènes (flèches noires) transcriptionnellement actifs. Chez une levure sauvage, les points chauds de CDB (pics noirs) sont associés à cette triméthylation. Dans une souche invalidée pour Set1 (set1Δ), la seule H3K4 méthyltransférase, la fréquence de CDB est diminuée dans la majorité des points chauds. Cependant, certaines régions, froides pour les CDB et très faiblement triméthylées chez une souche sauvage, se révèlent devenir des points chauds chez le mutant set1Δ (pics rouges).

Au cours des dernières années, un grand effort a été déployé pour établir chez les mammifères des cartes génétiques précises. Ces études ont principalement consisté à effectuer des génotypages extensifs d’un grand nombre de familles d’origines diverses afin de cartographier les crossing-over le long des bras chromosomiques. Chez l’homme et la souris, ces cartes montrent que les événements de recombinaison ne sont pas répartis de manière homogène [ 27, 28]. En outre, l’analyse de la diversité génétique dans des populations humaines (projet HapMap [ 29, 45]) a permis d’estimer le taux de crossing-over à haute résolution dans l’ensemble du génome, et donc de connaître la position des points chauds de recombinaison. Chez l’homme, environ vingt-cinq mille points chauds ont ainsi été identifiés [ 30]. Ceux-ci ont une longueur d’environ deux kilobases et sont séparés par des régions de quelques dizaines de kilobases en moyenne ( Figure 3 ). L’analyse de leur localisation dans les génomes de mammifères n’a toutefois pas permis de mettre en évidence de relation forte avec des éléments fonctionnels du génome, mis à part une tendance à être situés en dehors des gènes, en opposition apparente avec les données obtenues chez S. cerevisiae.

Figure 3 Points chauds de crossing-over chez l’homme. Six points chauds de crossing-over d’activités variables (en cM/Mb) ont été détectés dans une région de 200 kb sur le chromosome 6. Ils sont localisés dans des intervalles de 1 à 2 kb. Le taux de crossing-over moyen dans le génome est de 1 cM/Mb (ligne pointillée verte) [ 43].

Figure 3 Points chauds de crossing-over chez l’homme. Six points chauds de crossing-over d’activités variables (en cM/Mb) ont été détectés dans une région de 200 kb sur le chromosome 6. Ils sont localisés dans des intervalles de 1 à 2 kb. Le taux de crossing-over moyen dans le génome est de 1 cM/Mb (ligne pointillée verte) [ 43].

En revanche, il a pu être montré qu’une proportion importante (41 %) des points chauds identifiés chez l’homme est associée à un motif dégénéré de séquence d’ADN (le 13-mère CCNCCNTNNCCNC) [ 31]. De manière intéressante, la localisation des points chauds dans les génomes de mammifères peut varier de façon importante entre des espèces proches ou entre des individus d’une même espèce [ 32– 34]. L’homme et le chimpanzé, par exemple, n’utilisent pas les mêmes sites de recombinaison [ 35, 36] et de manière surprenante, le point chaud humain MSTM1a n’est actif que chez trois hommes sur vingt-six analysés, malgré le fait que leurs séquences d’ADN dans et autour du point chaud soient identiques [34]. Ces observations ont contribué à poser la question de l’état chromatinien des points chauds et à émettre l’hypothèse de la présence d’un (ou plusieurs) facteur polymorphe qui se situerait en dehors des points chauds et qui influerait en trans sur leurs activités et/ou localisations.

À la suite de plusieurs observations indépendantes, la protéine PRDM9 (PR domain zinc finger protein 9) a semblé pouvoir être un facteur intéressant influant en trans la localisation des points chauds [ 44]. Prdm9 est exprimé spécifiquement lors de la prophase I en méiose et code pour une histone méthyltransférase qui catalyse, grâce à son domaine PR/SET, la triméthylation de la lysine 4 de l’histone H3 (H3K4me3). De façon intéressante, il a récemment été montré chez la souris que les points chauds Psmb9 et Hlx1, localisés dans des régions intergéniques, sont fortement enrichis en cette marque quand ils sont actifs [ 37]. D’autre part, Prdm9 murin est codé dans une région génomique qui influe sur la localisation des points chauds le long des chromosomes [ 38] et est essentielle pour le déroulement de la méiose : les souris mutantes pour le gène Prdm9 sont stériles et présentent une altération de la recombinaison méiotique avec un arrêt de la spermatogenèse et de l’ovogenèse [ 39].

PRDM9 est une protéine à doigts de zinc, ce qui lui permet de reconnaître des motifs spécifiques d’ADN et de s’y fixer. En effet l’identité des acides aminés présents à trois positions importantes sur chaque doigt de zinc joue un rôle majeur pour déterminer les séquences d’ADN reconnues. De façon remarquable, dans le cas de PRDM9, ces trois acides aminés montrent un taux de polymorphisme élevé entre sous-espèces (chez la souris) et individus (chez l’homme), tandis que le reste de la séquence protéique est hautement conservé [ 40, 41]. De plus, plusieurs travaux récents montrent que l’allèle majoritaire de PRDM9 humain code pour une protéine qui contient des doigts de zinc capables de reconnaître le motif 13-mère associé aux points chauds [40, 41]. Par une analyse d’association génétique dans des familles, chez les individus porteurs de cet allèle majoritaire à l’état homozygote, environ 60 % des crossing-over ont lieu au niveau de points chauds déjà identifiés par l’analyse de la diversité génétique. Quelques individus portent également un allèle minoritaire codant pour une protéine ayant une série de doigts de zinc distincte et qui reconnaît une séquence d’ADN différente. Chez ces individus, seuls 20 % des crossing-over ont lieu dans les points chauds identifiés par l’analyse de la diversité génétique [40]. Cette différence spectaculaire dans le choix des sites de crossing-over permet de conclure que les doigts de zinc de PRDM9 jouent un rôle majeur pour déterminer la position des crossing-over chez l’homme et vraisemblablement chez la souris. Ces travaux permettent de proposer un modèle dans lequel la fixation de PRDM9 sur des motifs d’ADN spécifiques permet la triméthylation de H3K4 sur les nucléosomes avoisinants, favorisant localement l’initiation de la recombinaison méiotique ( Figure 4 ).

Figure 4 Modèles moléculaires de spécification des points chauds. Chez la souris et chez l’homme, la protéine PRDM9 se lie, grâce à ses doigts de zinc, à un motif d’ADN (rectangle blanc) et triméthyle la lysine 4 de l’histone H3 (pastille orange). Chez S. cerevisiae, la triméthylation de la lysine 4 de H3 est réalisée grâce à la fixation de l’ARN polymérase II aux promoteurs de transcription (rectangle hachuré) suivi par le recrutement de l’histone-méthyltransferase Set1. Chez S. pombe, les sites de recombinaison sont déterminés par des motifs d’ADN sur lesquels se fixent des facteurs de transcription capables de recruter des modulateurs de la chromatine qui induisent entre autre l’hyperacétylation des histones H3 (pastille rose) et H4 (pastille bleue). Chez tous ces organismes la chromatine aux sites de recombinaison devient alors accessible à un complexe protéique (rouge) non identifié à ce jour (marqué « ? ») capable d’interpréter les différentes modifications d’histones et d’interagir de manière directe ou indirecte avec la machinerie d’initiation de la recombinaison dont fait partie la protéine Spo11 (rose). Spo11 catalyse la formation de cassure double brin (CDB), ce qui induit un signal de phosphorylation du variant d’histone H2AX (pastille jaune). Ce signal est interprété par la machinerie de recombinaison homologue qui répare les cassures et forme les crossing-over.

Figure 4 Modèles moléculaires de spécification des points chauds. Chez la souris et chez l’homme, la protéine PRDM9 se lie, grâce à ses doigts de zinc, à un motif d’ADN (rectangle blanc) et triméthyle la lysine 4 de l’histone H3 (pastille orange). Chez S. cerevisiae, la triméthylation de la lysine 4 de H3 est réalisée grâce à la fixation de l’ARN polymérase II aux promoteurs de transcription (rectangle hachuré) suivi par le recrutement de l’histone-méthyltransferase Set1. Chez S. pombe, les sites de recombinaison sont déterminés par des motifs d’ADN sur lesquels se fixent des facteurs de transcription capables de recruter des modulateurs de la chromatine qui induisent entre autre l’hyperacétylation des histones H3 (pastille rose) et H4 (pastille bleue). Chez tous ces organismes la chromatine aux sites de recombinaison devient alors accessible à un complexe protéique (rouge) non identifié à ce jour (marqué « ? ») capable d’interpréter les différentes modifications d’histones et d’interagir de manière directe ou indirecte avec la machinerie d’initiation de la recombinaison dont fait partie la protéine Spo11 (rose). Spo11 catalyse la formation de cassure double brin (CDB), ce qui induit un signal de phosphorylation du variant d’histone H2AX (pastille jaune). Ce signal est interprété par la machinerie de recombinaison homologue qui répare les cassures et forme les crossing-over.

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts concernant les données publiées dans cet article.