Chez le mammifère, la respiration est une fonction vitale, indispensable à l’oxygénation du sang. Si elle peut être transitoirement affectée par d’autres fonctions, telles la déglutition ou la phonation, elle est néanmoins toujours prioritaire : même le meilleur des conférenciers doit arrêter son exposé un instant pour respirer. Le générateur central de la respiration (GCResp), qui contrôle les motoneurones innervant les muscles de la cage thoracique et des voies aériennes supérieures, est situé dans un vaste réseau nerveux de la formation réticulée ventro-latérale.

Pendant longtemps, il a été admis que l’automatisme respiratoire trouvait son origine dans les propriétés du réseau via des interactions excitatrices et inhibitrices entre neurones actifs pendant une des phases du cycle respiratoire (Figure 1A). La découverte de neurones respiratoires pacemaker (NRP) dans une zone particulière du GCResp, baptisée le complexe de pré-Bötzinger (CPB) [ 1], a conduit à proposer un schéma fonctionnel différent : les NRP imposent leur rythme au reste du réseau, placé en position de simple suiveur (Figure 1B). Des débats houleux ont opposé les partisans de l’hypothèse réseau à ceux de l’hypothèse pacemaker. Une solution intermédiaire, conciliant les deux hypothèses, est que NRP et réseau sont des systèmes couplés : les NRP pilotent l’ensemble du réseau qui, en retour, peut réagir sur les NRP (Figure 1C). Indéniablement, le CPB joue un rôle crucial dans l’automatisme respiratoire, et des manipulations génétiques qui altèrent sa maturation et son fonctionnement induisent des déficits respiratoires létaux à la naissance [ 2– 4].

Figure 1. Hypothèses sur l’origine de l’automatisme respiratoire. Représentation schématique des modalités de décharge des neurones du générateur central de la respiration (GCResp) qui émettent des bouffées de potentiels d’action pendant l’inspiration (I, rouge), l’expiration (E, vert) ou les phases de transition (T, bleu). Trois hypothèses de fonctionnement du GCResp sont proposées pour expliquer l’automatisme respiratoire. A. Le GCResp produit sa commande rythmique spontanée à partir  des propriétés synaptiques du réseau respiratoire. B. La commande rythmique du GCResp trouve son origine dans des propriétés autorythmiques des neurones respiratoires pacemaker (NRP) du complexe de pré-Bötzinger (CPB). C. Une hypothèse fédératrice serait que les NRP imposent le rythme de leurs bouffées de potentiels d’action au reste du réseau qui peut, en retour, modifier l’activité des RPN.

Figure 1. Hypothèses sur l’origine de l’automatisme respiratoire. Représentation schématique des modalités de décharge des neurones du générateur central de la respiration (GCResp) qui émettent des bouffées de potentiels d’action pendant l’inspiration (I, rouge), l’expiration (E, vert) ou les phases de transition (T, bleu). Trois hypothèses de fonctionnement du GCResp sont proposées pour expliquer l’automatisme respiratoire. A. Le GCResp produit sa commande rythmique spontanée à partir  des propriétés synaptiques du réseau respiratoire. B. La commande rythmique du GCResp trouve son origine dans des propriétés autorythmiques des neurones respiratoires pacemaker (NRP) du complexe de pré-Bötzinger (CPB). C. Une hypothèse fédératrice serait que les NRP imposent le rythme de leurs bouffées de potentiels d’action au reste du réseau qui peut, en retour, modifier l’activité des RPN.

À Paris, en 1837, Flourens a suggéré l’existence au sein du bulbe rachidien du mammifère d’un nœud vital, une structure dont la lésion punctiforme arrête le GCResp. Un siècle plus tard, en 1931, Adrian et Buytendijk ont montré que le GCResp du poisson continue de fonctionner in vitro. Par la suite, les recherches réalisées in vivo chez le mammifère, principalement le chat, ont permis d’améliorer les connaissances sur le GCResp et sa régulation, sans toutefois questionner l’existence d’un nœud vital. Ce questionnement n’est devenu possible qu’à partir de 1984, suite au travail pionnier de Suzue [ 5] qui, au Japon, a montré que le GCResp du rat nouveau-né, comme celui du poisson, continue d’élaborer une commande rythmique in vitro après suppression de toutes afférences supérieures ou périphériques (Figure 2A). À Tokyo, en utilisant cette approche in vitro, Onimaru et al. [ 6– 8] ont décrit une région du bulbe dont la stimulation électrique déclenche immédiatement des inspirations (Figure 2B), dont la lésion abolit le rythme respiratoire (Figure 2C) et dont certains neurones continuent d’émettre des bouffées de potentiels d’action après blocage des relations synaptiques (Figure 2D). Ces résultats, confirmés à Los Angeles, Chicago ou Seattle (États-Unis) par l’enregistrement de l’activité de NRP sur des parties disséquées de tronc cérébral et des tranches de bulbe (Figure 3A), ont conduit à baptiser cette partie du GCResp le pre-Bötzinger complex (CPB) [1], à localiser le CPB comme une colonne cellulaire s’étendant dans la réticulée bulbaire ventro-latérale sous le noyau ambigu (Figure 4) [1, 2] et à étudier les propriétés électrophysiologiques des NRP [ 9– 13].

Figure 2. Le GCResp du rongeur nouveau-né continue de fonctionner in vitro. A. Schéma de la préparation de Suzue [5]. Après dissection, les régions pontiques et bulbaires du tronc cérébral (dessinées ici face ventrale vers le haut) du rongeur nouveau-né sont placées dans une cuve de survie in vitro, drainée par un milieu extracellulaire artificiel (2-5 ml/min) thermostaté et carbogéné (25-27 °C, pH 7,3). Dans ces conditions, le GCResp isolé in vitro continue de produire une commande nerveuse rythmique (5-20 cycles/min) qui active de façon rythmique les motoneurones innervant les différents muscles respiratoires, tels le diaphragme (principal muscle inspiratoire innervé par les motoneurones phréniques dont les axones quittent la moelle par les quatrièmes racines cervicales ventrales, C4), le larynx (racine X) ou la langue (racine hypoglosse XII). Les tracés dans l’encart gris montrent les bouffées d’activité nerveuse enregistrées sur la racine C4 (voie du bas : activité C4 brute [C4] ; voie du haut : activité C4 intégrée [Int.C4]). Une section totale du tronc cérébral réalisée au niveau de la double flèche élimine les régions pontiques sans arrêter les bouffées C4. B. Les tracés montrent les bouffées C4 (Int.C4) spontanées ou déclenchées (flèche noire vers le bas) par la stimulation électrique du CPB via une microélectrode descendue dans la formation réticulée bulbaire ventro-latérale de la préparation de Suzue. L’application de choc électrique unique pendant l’expiration (tête de flèche vers le haut) permet d’identifier le CPB comme une région du GCResp dont la stimulation active prématurément un grand nombre de NRP, ce qui enclenche une bouffée C4 et décale les suivantes (type extrasystole). C. Une lésion électrolytique du CPB (flèche noire vers le haut), réalisée en faisant passer du courant via la même microélectrode, détruit un grand nombre de NRP, ce qui abolit définitivement les bouffées C4 (croix noire). D. Représentation schématique de l’activité intégrée C4 (Int.C4) et de l’activité de neurones du GCResp d’une préparation de Suzue baignée, soit par un milieu extracellulaire normal (D1), soit par un milieu extracellulaire sans calcium (D2). Sous milieu normal (D1), les neurones émettent de façon rythmique des bouffées de potentiels d’action en phase avec la bouffée C4. Après blocage des relations synaptiques par le milieu sans calcium (D2), certains neurones continuent d’émettre des bouffées de potentiels d’action (les NRP du CPB ; tracé jaune) alors que les autres (N.Resp, tracé rouge) deviennent inactifs (croix rouge) et cessent d’activer les motoneurones C4 : arrêt du signal Int.C4 (croix noire). Ces activités réapparaissent si la préparation est de nouveau baignée par un milieu normal (non illustré) (tracés originaux des auteurs).

Figure 2. Le GCResp du rongeur nouveau-né continue de fonctionner in vitro. A. Schéma de la préparation de Suzue [5]. Après dissection, les régions pontiques et bulbaires du tronc cérébral (dessinées ici face ventrale vers le haut) du rongeur nouveau-né sont placées dans une cuve de survie in vitro, drainée par un milieu extracellulaire artificiel (2-5 ml/min) thermostaté et carbogéné (25-27 °C, pH 7,3). Dans ces conditions, le GCResp isolé in vitro continue de produire une commande nerveuse rythmique (5-20 cycles/min) qui active de façon rythmique les motoneurones innervant les différents muscles respiratoires, tels le diaphragme (principal muscle inspiratoire innervé par les motoneurones phréniques dont les axones quittent la moelle par les quatrièmes racines cervicales ventrales, C4), le larynx (racine X) ou la langue (racine hypoglosse XII). Les tracés dans l’encart gris montrent les bouffées d’activité nerveuse enregistrées sur la racine C4 (voie du bas : activité C4 brute [C4] ; voie du haut : activité C4 intégrée [Int.C4]). Une section totale du tronc cérébral réalisée au niveau de la double flèche élimine les régions pontiques sans arrêter les bouffées C4. B. Les tracés montrent les bouffées C4 (Int.C4) spontanées ou déclenchées (flèche noire vers le bas) par la stimulation électrique du CPB via une microélectrode descendue dans la formation réticulée bulbaire ventro-latérale de la préparation de Suzue. L’application de choc électrique unique pendant l’expiration (tête de flèche vers le haut) permet d’identifier le CPB comme une région du GCResp dont la stimulation active prématurément un grand nombre de NRP, ce qui enclenche une bouffée C4 et décale les suivantes (type extrasystole). C. Une lésion électrolytique du CPB (flèche noire vers le haut), réalisée en faisant passer du courant via la même microélectrode, détruit un grand nombre de NRP, ce qui abolit définitivement les bouffées C4 (croix noire). D. Représentation schématique de l’activité intégrée C4 (Int.C4) et de l’activité de neurones du GCResp d’une préparation de Suzue baignée, soit par un milieu extracellulaire normal (D1), soit par un milieu extracellulaire sans calcium (D2). Sous milieu normal (D1), les neurones émettent de façon rythmique des bouffées de potentiels d’action en phase avec la bouffée C4. Après blocage des relations synaptiques par le milieu sans calcium (D2), certains neurones continuent d’émettre des bouffées de potentiels d’action (les NRP du CPB ; tracé jaune) alors que les autres (N.Resp, tracé rouge) deviennent inactifs (croix rouge) et cessent d’activer les motoneurones C4 : arrêt du signal Int.C4 (croix noire). Ces activités réapparaissent si la préparation est de nouveau baignée par un milieu normal (non illustré) (tracés originaux des auteurs).

À Marseille, l’approche de Suzue chez le nouveau-né a été adaptée au fœtus afin d’étudier in vitro le développement prénatal du CPB de rat, ce qui a permis de montrer que le rythme élaboré in vitro par le GCResp aux stades embryonnaires précoces est très variable, mais se stabilise dès l’émergence des NRP [ 14]. La création de modèles de souris transgéniques a incité également les chercheurs à adapter l’approche de Suzue à la souris, afin d’étudier in vitro le développement du CPB de souris dont un gène et un seul a été inactivé. Couplées à des approches pharmacologiques, ces études ont révélé que les systèmes à sérotonine (5-HT) [ 15, 16] et à catécholamine [ 17, 18] modulent le fonctionnement du CPB, et que l’altération de ces systèmes affecte la maturation de ce dernier [ 19– 21]. À Gif-sur-Yvette (France), l’utilisation combinée de l’électrophysiologie et de l’imagerie calcique in vitro a révélé que l’émergence fonctionnelle du CPB est précédée par celle du groupe rétrotrapézoïde/parafacial (RTN/pFRG), une structure cruciale pour la réponse respiratoire à l’hypercapnie chez l’adulte. Chez le fœtus, le RTN/pFRG pourrait être un oscillateur couplé au CPB, contribuant à son fonctionnement correct et à la rythmogenèse respiratoire [ 22, 23].

Si un consensus s’est rapidement dégagé quant au rôle crucial du CPB dans la production de la commande nerveuse rythmique à partir des préparations in vitro de rongeurs nouveau-nés, de nombreux débats opposent encore les spécialistes.

Gasp versus soupir versus eupnée

Trois types de mouvements respiratoires sont décrits in vivo : (1) les respirations normales ou eupnée ; (2) les soupirs, inspirations plus amples que la normale permettant de lutter contre l’atélectasie pulmonaire ; et (3) les gasps, inspirations brèves et très amples produites lors d’hypoxies sévères. Il a été longtemps objecté que le CPB n’était pas impliqué dans l’eupnée, mais uniquement dans la production des soupirs ou des gasps. Toutefois, le CPB élabore in vitro différents types de commandes nerveuses qui pourraient refléter l’eupnée, les soupirs et les gasps (Figure 3B). De plus, l’invalidation du facteur de transcription MafB (musculoaponeurotic fibrosarcoma oncogene homolog B) qui altère l’anatomie et le fonctionnement du CPB in vitro, abolit in vivo l’eupnée mais pas les gasps [2].

Figure 3. Le CPB du rongeur nouveau-né produit in vitro différents types de bouffées et contient différents types de NRP. A. Schéma d’une préparation in vitro « en tranche » montrant que, comme sur la préparation de Suzue [5], le GCResp contenu dans le tronc cérébral du rongeur nouveau-né continue d’élaborer in vitro une commande respiratoire rythmique enregistrée ici à l’aide d’une macroélectrode positionnée sur la réticulée bulbaire ventro-latérale, au voisinage du noyau Ambigu (bouffées globales intégrées). B. Sur ces préparations « en tranche », le CPB génère différents types de bouffées nerveuses. La majorité des bouffées peuvent rappeler l’eupnée (respiration normale) ; les bouffées plus amples que la normale peuvent rappeler les soupirs ; les bouffées qui apparaissent quand la tranche est baignée par un milieu non oxygéné (encart gris) ont une fréquence lente, un front de montée rapide et une durée brève, et elles peuvent rappeler les gasps. C. Les tracés montrent les bouffées intégrées (voie du haut) et les activités unitaires de deux NRP (voies du bas) d’une préparation « en tranche » baignée, soit par un milieu extracellulaire normal (C1), soit par un milieu extracellulaire modifié (C2, gris) par l’ajout d’acide flufénamique (bloqueur des courants INaP) et de riluzole (bloqueur des courants ICAN). Les NRP sont hétérogènes sur la base de leurs propriétés électrophysiologiques et leur sensibilité à l’acide flufénamique et au riluzole. Le blocage des courants INaP et ICAN (zone grisée en C2) fait disparaître les bouffées de potentiels d’action des deux NRP et les bouffées globales intégrées (croix noires) (tracés originaux des auteurs).

Figure 3. Le CPB du rongeur nouveau-né produit in vitro différents types de bouffées et contient différents types de NRP. A. Schéma d’une préparation in vitro « en tranche » montrant que, comme sur la préparation de Suzue [5], le GCResp contenu dans le tronc cérébral du rongeur nouveau-né continue d’élaborer in vitro une commande respiratoire rythmique enregistrée ici à l’aide d’une macroélectrode positionnée sur la réticulée bulbaire ventro-latérale, au voisinage du noyau Ambigu (bouffées globales intégrées). B. Sur ces préparations « en tranche », le CPB génère différents types de bouffées nerveuses. La majorité des bouffées peuvent rappeler l’eupnée (respiration normale) ; les bouffées plus amples que la normale peuvent rappeler les soupirs ; les bouffées qui apparaissent quand la tranche est baignée par un milieu non oxygéné (encart gris) ont une fréquence lente, un front de montée rapide et une durée brève, et elles peuvent rappeler les gasps. C. Les tracés montrent les bouffées intégrées (voie du haut) et les activités unitaires de deux NRP (voies du bas) d’une préparation « en tranche » baignée, soit par un milieu extracellulaire normal (C1), soit par un milieu extracellulaire modifié (C2, gris) par l’ajout d’acide flufénamique (bloqueur des courants INaP) et de riluzole (bloqueur des courants ICAN). Les NRP sont hétérogènes sur la base de leurs propriétés électrophysiologiques et leur sensibilité à l’acide flufénamique et au riluzole. Le blocage des courants INaP et ICAN (zone grisée en C2) fait disparaître les bouffées de potentiels d’action des deux NRP et les bouffées globales intégrées (croix noires) (tracés originaux des auteurs).

Les NRP du CPB, comme les neurones autorythmiques décrits dans d’autres structures nerveuses (noyau subthalamique, globus pallidus, raphé, locus cœruleus et substance noire), peuvent générer des potentiels d’action en l’absence de connexions synaptiques.

Certains facteurs génétiques, exprimés par les neurones du PCB mais aussi par d’autres neurones, peuvent être vus comme des marqueurs du CPB, car leur inactivation altère sa mise en place, son anatomie, son fonctionnement in vitro, ainsi que la respiration et la survie postnatales [2–4, 23].

Gène Jmjd3

Dernier gène crucial pour le développement du CPB à avoir été identifié [4], Jmjd3 (jumonji domain containing 3) code pour l’enzyme JMJD3 qui antagonise la mise au silence des gènes Polycomb par déméthylation de la lysine 27 de l’histone H3, et affecte la régulation transcriptionnelle (Figure 4). La déficience de Jmjd3 n’altère pas le développement embryonnaire précoce du CPB, mais elle altère sa maturation tardive, les nouveau-nés mourant par asphyxie à la naissance. L’activité enzymatique de JMJD3 contribue donc au développement embryonnaire tardif du CPB, via la régulation transcriptionnelle de plusieurs autres gènes et, en particulier, celui codant pour la glycoprotéine Reelin [4, 25].

Figure 4. Les RPN sont hétérogènes sur la base de leurs marqueurs génétiques et moléculaires. A. Schéma montrant que les NRP expriment différents marqueurs génétiques (en jaune, MafB, Dbx1, Robo3 et Jmjd3) et moléculaires, tels que les récepteurs (rectangles rouges) des neurokinines (R-NK1), du glutamate (R-Glut), de l’acide γ-aminobutyrique (R-GABA), de la sérotonine (R-5HT), des opioïdes (R-Opioid) ou de l’acétylcholine (R-ACh), la somatostatine (ovale vert, SST), le transporteur VGlut2 (flèche verte) et les canaux ioniques pour les courants ICAN et INaP (rectangles et flèches jaunes). Sur la base de ces marqueurs, les RPN constituent certainement des sous-populations différentes. B. L’immunohistochimie révèle une forte expression du R-NK1 (marquage rouge) dans la région du CPB (cercle blanc), sous le noyau ambigu (N. Amb, marquage vert à l’acétylcholine transférase) (photographie : © S. Crone). C-D. Expression des R-NK1 et de la SST dans la région du PBC d’embryons de souris normales (C) et déficientes pour Jmjd3 (D). Noter l’anomalie d’expression R-NK1 et SST dans le PBC des mutants [4] (barre d’échelle pour B, C et D : 100 µm) (photographies : © T. Burgold et G. Testa).

Figure 4. Les RPN sont hétérogènes sur la base de leurs marqueurs génétiques et moléculaires. A. Schéma montrant que les NRP expriment différents marqueurs génétiques (en jaune, MafB, Dbx1, Robo3 et Jmjd3) et moléculaires, tels que les récepteurs (rectangles rouges) des neurokinines (R-NK1), du glutamate (R-Glut), de l’acide γ-aminobutyrique (R-GABA), de la sérotonine (R-5HT), des opioïdes (R-Opioid) ou de l’acétylcholine (R-ACh), la somatostatine (ovale vert, SST), le transporteur VGlut2 (flèche verte) et les canaux ioniques pour les courants ICAN et INaP (rectangles et flèches jaunes). Sur la base de ces marqueurs, les RPN constituent certainement des sous-populations différentes. B. L’immunohistochimie révèle une forte expression du R-NK1 (marquage rouge) dans la région du CPB (cercle blanc), sous le noyau ambigu (N. Amb, marquage vert à l’acétylcholine transférase) (photographie : © S. Crone). C-D. Expression des R-NK1 et de la SST dans la région du PBC d’embryons de souris normales (C) et déficientes pour Jmjd3 (D). Noter l’anomalie d’expression R-NK1 et SST dans le PBC des mutants [4] (barre d’échelle pour B, C et D : 100 µm) (photographies : © T. Burgold et G. Testa).

Différents types de neurones du CPB sont identifiables sur la base de l’expression de certains marqueurs moléculaires (Figure 4A).

Le CPB joue un rôle crucial dans l’automatisme respiratoire via différentes sous-populations de neurones pacemaker. Des anomalies génétiques ou environnementales susceptibles d’altérer sa maturation et son fonctionnement pourraient avoir des conséquences délétères à la naissance ou à l’âge adulte. Les recherches sur le CPB doivent être poursuivies afin de préciser les propriétés électrophysiologiques, génétiques et moléculaires des différentes populations de neurones qui le composent, leur signification fonctionnelle, leur relation avec le RTN/pFRG et les systèmes monoaminergiques, et leur rôle éventuel dans les dysfonctionnements des voies aériennes supérieures et les apnées obstructives.

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêt concernant les données publiées dans cet article.

Les auteurs remercient l’université de Melbourne (Australie) (McKenzie fellowship) et l’Agence nationale de la recherche (France) pour le soutien de C. Menuet et J.C. Viemari, respectivement, Steve Crone (Developmental biology, Cincinnati children’s hospital medical center, États-Unis), Thomas Burgold et Giuseppe Testa (European institute of oncology, Milan, Italie) pour les microphotographies des Figures 4B et 4C-D, respectivement.