Les mucormycoses regroupent des infections invasives mortelles provoquées par des champignons filamenteux de l’ordre des Mucorales. La majorité des cas surviennent chez des patients immunodéprimés (diabète, hémopathies) ou ayant subi une transplantation d’organe [ 1– 5]. Des cas ont été également décrits chez des individus immunocompétents après souillure de plaies (polytraumatisme) [ 6, 7]. L’incidence des mucormycoses est en augmentation depuis quelques années, en particulier chez les malades atteints d’hémopathie ou de diabète [ 8]. Les manifestations cliniques sont divisées en orbito-rhino-cérébrales, pulmonaires, cutanées et disséminées et sont caractérisées par l’angio-invasion et la nécrose. L’évolution de la maladie est souvent fatale avec des taux de mortalité fluctuant entre 45 % et 64 % malgré les traitements antifongiques et chirurgicaux [1, 9].

Les membres de Mucorales sont des champignons cosmopolites présents dans le sol, divers aliments (maïs, oignons, tomates, haricots, etc.), déjections d’animaux et dans l’air. Ils sont pathogènes des plantes et capables de contaminer des fruits ou des céréales [9]. Ces champignons sont aussi fréquemment rencontrés comme contaminants de laboratoire. Ils peuvent cependant provoquer des infections nosocomiales [ 10].

La position taxonomique des Mucorales dans la classification du règne Fungi a subi de nombreux changements dus aux récentes études phylogénétiques qui établissent la nature polyphylétique de ce groupe [ 11– 13]. Pour cette raison, la division Zygomycota a été abandonnée et les ordres de Mucorales/Mortierellales et Entomophthorales ont été assignés au niveau de sous-divisions Mucoromycotina et Entomophthoromycotina respectivement [ 14]. De ce fait, les termes Zygomycota ou Zygomycetes n’ont aucune valeur taxonomique. Les Mucorales pathogènes pour l’homme comportent les genres Rhizopus, Lichtheimia, Rhizomucor, Mucor, Cunninghamella, Saksenaea, Cokeromyces, Apophysomyces et Syncephalastrum. Parmi eux, Rhizopus, Lichtheimia, Rhizomucor et Mucor sont les pathogènes les plus fréquemment isolés [1, 2, 15, 16].

Ces champignons se reproduisent sexuellement par la formation des zygospores après fusion de deux filaments parfois issus de la même spore (homothallique) et plus souvent de deux filaments complémentaires (hétérothallique). La zygospore arrivée à maturité a souvent une paroi épaisse et passe par une période de dormance avant de germer. La multiplication asexuée est caractérisée par la production d’une à plusieurs sporocystospores (endospores) portées dans des structures fermées en forme de sac nommées sporocystes. Les spores sont disséminées dans l’atmosphère par éclatement de ces structures. Le sporocyste est supporté par un hyphe spécialisé, sporocystophore, qui, dans certaines espèces, émane d’un système branché de rhizoïdes qui ancrent le sporocystophore au substrat. Les rhizoïdes sont connectés entre eux par un hyphe dénommé stolon, ce qui permet son expansion. D’autres structures sont remarquables tels que l’axe central du sporocyste appelé columelle et l’apophyse, renflement du sporocystophore juste en dessous de la columelle. Le sporocyste peut contenir une ou quelques sporocystospores (sporangiola) ou quelques sporocystospores alignées (merosporangia). Certaines espèces produisent des structures de résistance enflées à paroi épaisse (chlamydospores) ou bien à paroi fine (oidia) [ 17] (Figure 1).

Figure 1. Structures morphologiques des membres de l’ordre des. Mucorales

Figure 1. Structures morphologiques des membres de l’ordre des. Mucorales

À ce jour, en France, il n’existe pas de recommandation spécifique pour le diagnostic de laboratoire des mucormycoses. L’examen histologique et la mise en culture continuent à être les méthodes de référence pour le diagnostic de cette maladie bien qu’elles ne soient pas considérées comme adaptées à un diagnostic précoce en raison de leur faible sensibilité. Dans certains cas, seule la présence des hyphes caractéristiques constitue l’élément diagnostique de l’infection car les cultures à partir des échantillons tissulaires sont fréquemment négatives. Par ailleurs, dans l’approche histologique, des résultats faussement négatifs ou positifs peuvent être rendus par confusion entre les hyphes des Mucorales et les hyphes déformés de certains hyphomycètes dans les échantillons tissulaires [ 18]. Les techniques alternatives à la mise en culture basées sur la détection d’antigène (galactomannane, β-D-glucane) et incluses comme critères diagnostiques des infections fongiques invasives (IFI) [ 19], n’ont pas d’utilité dans le cas des mucormycoses [ 20]. De même, nous ne disposons pas à l’heure actuelle d’une technique standardisée et validée pour la détection moléculaire des Mucorales dans les liquides biologiques ou les tissus.

Diagnostic microbiologique à partir des échantillons cliniques

La démarche diagnostique au laboratoire se base donc sur l’isolement et l’identification des champignons responsables de l’infection. Le choix du site de prélèvement, l’acheminement dans de bonnes conditions pour éviter son desséchement et la prompte manipulation au laboratoire sont des éléments fondamentaux. Divers prélèvements peuvent être envisagés selon les manifestations cliniques et le site d’infection, mais les biopsies tissulaires sont considérées comme les échantillons de choix. L’expectoration, le sang ou le LCR (liquide céphalorachidien) ne sont pas des liquides biologiques utiles pour le diagnostic de mucormycoses. Il est important de noter que les sécrétions respiratoires ou biopsies obtenues devront être d’un volume ou d’une quantité suffisants pour optimiser le rendement [17, 20, 21].

Examen direct et anatomopathologie L’examen direct de tissus frais se fait par observation microscopique après l’ajout de quelques gouttes d’hydroxyde de potassium (KOH). L’utilisation de fluorochromes (calcofluor white, Uvitex2B, Blankophor P) ou des colorations argentiques (Gomori-Grocott) peuvent augmenter la sensibilité dans les cas d’une faible densité fongique.

L’examen anatomopathologique des prélèvements biopsiques se fait après colorations spécifiques telles que Gomori-Grocott, PAS (periodic acid Schiff) ou HES (hématoxyline-éosine) [17]. Les caractéristiques morphologiques propres aux Mucorales (dans les produits pathologiques) sont les filaments mycéliens hyalins, larges (5 à 20 µm), à contours irréguliers, à paroi fine, rubanés, peu ou pas septés, et ayant souvent des ramifications à angles droits (Figure 2). La nature du mycélium (non septé) et des ramifications (angles droits) les distinguent de certains hyphomycètes du genre Aspergillus, Scedosporium ou Fusarium qui possèdent, eux, un mycélium septé avec des branchements notamment à angles aigus. Il convient de noter que les coupes transversales des hyphes pourraient donner des images ressemblant à des levures ou des vacuoles. Ajoutons que dans certains cas (en particulier quand le traitement antifongique a débuté avant la biopsie) les caractéristiques morphologiques des hyphes des Mucorales peuvent être atypiques [21]. Ces champignons ont une forte capacité d’angio-invasion, ce qui explique leur dissémination rapide par voie hématogène. Nécrose, hémorragie et inflammation sont présentes dans les tissus infectés. Le diagnostic histologique de mucormycose permet ainsi d’instaurer un traitement ou une prise en charge adapté. L’examen anatomo-pathologique nécessite une véritable expertise et ne permet pas l’identification d’espèce [ 22, 23]. Des tests d’immunohistochimie, hybridation ou PCR in situ [ 24, 25] peuvent améliorer le diagnostic précoce de mucormycoses. Néanmoins, ces méthodes nécessitent une standardisation et une validation ultérieure.

Figure 2. Aspect microscopique des hyphes coenocytiques (A) après coloration de Gomori-Grocott (B) et par du bleu lactique.

Figure 2. Aspect microscopique des hyphes coenocytiques (A) après coloration de Gomori-Grocott (B) et par du bleu lactique.

Mise en culture La mise en culture des prélèvements mycologiques sur des milieux sélectifs adaptés tels que le milieu de Sabouraud glucosé contenant des antibiotiques (chloramphénicol, gentamicine) est recommandée. L’utilisation des milieux additionnés de cycloheximide (actidione) n’est pas conseillée car la plupart des espèces de Mucorales sont inhibées, même à faibles concentrations, par cet inhibiteur de la synthèse protéique [ 26]. Le broyage des échantillons tissulaires peut provoquer une perte de viabilité des Mucorales liée principalement au caractère cœnocytique et en conséquence fragile du mycélium. Il est donc préconisé d’émincer les tissus (sans broyage donc) et plus facile d’ensemencer sur milieu en boîte de Petri que sur tube gélosé. Les températures d’incubation conseillées sont 25 °C et 37 °C pendant un minimum de 5 jours pour optimiser la croissance [ 27].